Магистерская диссертация на тему «Классическая чума свиней. Особенности проявления и специфическая профилактика»

Скачать пример Заказать работу Скачать пример Заказать работу

АННОТАЦИЯ

Структура и объем магистерской работы:

Диссертация изложена на 73 страницах машинописного текста и состоит из оглавления, введения, общей характеристики работы, основной части, заключения, библиографического списка и приложения. Работа иллюстрирована 1 графиком, 3 таблицами. Список литературы включает 72 источника. Диссертация оформлена с использованием компьютерного набора.

Тема диссертации: «Классическая чума свиней. Особенности проявления и специфическая профилактика»

Ключевые слова: штамм ВИРУСА классической чумы свиней, кролики, сыворотки крови, инфекционный титр, термометрия, антигенная активность, питательные среды, культура клеток, серологические реакции

Объект исследований — штамм вируса классической чумы свиней, кролики, сыворотки крови.

Цель исследования — разработка вакцины сухой живой против классической чумы свиней из лапинизированного вируса.

В процессе исследований разработан метод культивирования вируса классической чумы «АСВ» на кроликах. Изучены биологические свойства штамма лапинизированного вируса «АСВ+», динамика накопления антигена и сероконверсии. На основании проведенных исследований изготовлен лабораторный образец вакцины. Подготовлен проект научно-технической документации (ТУ, технологическая инструкция по изготовлению вакцины сухой живой против классической чумы свиней из лапинизированного вируса, проект инструкции по применению).

ОГЛАВЛЕНИЕ

ПЕРЕЧЕНЬ УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

ГЛАВА 1. ОБЗОР НАУЧНОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Нужна помощь в написании магистерской?

Мы - биржа профессиональных авторов (преподавателей и доцентов вузов). Сдача работы по главам. Уникальность более 70%. Правки вносим бесплатно.

Заказать диссер

Классическая чума свиней

. Историческая справка

. Экономический ущерб

. Этиология

.1 Характеристика вируса КЧС (ВКЧС)

.1.1 Таксономия

.1.2 Морфология, физические свойства

.1.3 РНК и структура генома

.1.4 Структурные белки ВКЧС

.1.5 Устойчивость

.1.6 Антигенные свойства ВКЧС

.1.7 Патогенные свойства ВКЧС

.1.8 Тератогенные свойства

. Культивирование ВКЧС

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

. Эпизоотология

.1 Распространение

.2 Источники и пути передачи инфекции

.3 Природная очаговость

. Патогенез

. Экспериментальная инфекция

. Клинические признаки и патологоанатомические изменения

9. Диагностика

. Иммунитет и специфическая профилактика

.1 Живые вакцины

.2 Маркированные вакцины

.3 Инактивированные вакцины

.4 Серологическая оценка поствакцинального иммунитета

. Меры борьбы и профилактики

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

Выводы (анализ данных литературы)

ГЛАВА 2. Материалы, методика и место работы

. Техника проведения опытов и основные методы исследования

. Разработка методов контроля качества вакцины в лабораторных условиях

Глава 3. Результаты исследований

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

ПЕРЕЧЕНЬ УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

АСВ — авирулентная сухая вакцина

АТ — антитела- концентрация водородных ионов

АТ-АГ — антитело — антиген

БА — болезнь Ауески

БОЕ/мл — бляшка образующих единиц в миллилитре

БОЕ_50/0,1мл — 50% бляшка образующих единиц в 0,1 миллилитре

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

ВД КРС — вирус диареи крупного рогатого скота

ВКЧС — вирус классической чумы свиней

ВНА — вируснейтрализующие антитела

г/см³ — грамм на сантиметр кубический

ГА — гемагглютинация

ГЛА — гидролизат лактоальбумина

ДНК — дезоксирибонуклеиновая кислота

и др., et all. — и другие (с соавт.)

ИД₅₀/мл — инфицирующих доз 50 на миллилитр

ИмД₅₀/гол — иммунных доз 50 на голову

ИФА — реакция иммуноферментного анализа

КК — культура клеток

ККИД ₅₀/мл — клеточных инфицирующих доз 50 на миллилитр

КЧС — классическая чума свиней

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

МАт — моноклональные антитела

мг/мл — количество миллиграмм на миллилитр

МЕ — международные единицы

мкг — микрограмм

МПА, МПБ — мясопептонный агар, бульон

МФ — макрофаги

МФА — метод флюоресцирующих антител

МЭБ — международное эпизоотическое бюро

НАТ — нейтрализующие антитела

НБ — Ньюкаслская болезнь

Об/мин — оборотов в минуту

ПЦР — полимеразная цепная реакция

РДП — реакция диффузной преципитации

РДСК — реакция длительного связывания комплемента

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

РН — реакция нейтрализации

РНВ — реакция нейтрализации вируса

РНГА — реакция непрямой гемагглютинации

РНК — рибонуклеиновая кислота

РСК — реакция связывания комплемента

РФ — Российская Федерация

СМФ — система мононуклеарных фагоцитов

ТГС — трансмиссивный гастроэнтерит свиней

ЦНС — центральная нервная система

ЦПД — цитопатическое действие

шт. — штамм

мМ — милимоль

кГр — килогрей

ВВЕДЕНИЕ

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

В последние десятилетия в связи с расширением международных связей создаются условия заноса и распространения особо опасных инфекций продуктивных животных. Среди них классическая чума свиней, болезнь Ауески, болезнь Тешена, цирковирусная инфекция, грипп, репродуктивно-респираторный синдром свиней и др. Особое значение имеет заболевание — классическая чума свиней. Указанное заболевание носит, как правило, стационарный характер с поражением до 70-100% животных и гибелью 25-75% заболевших в неблагополучном очаге.

Экономический ущерб складывается от потерь при заболеваемости, смертности, вынужденном убое, выбраковке, снижении живого веса, увеличении конверсии корма, использовании лекарственных препаратов. Кроме того, после ликвидации заболевания на племенных предприятиях запрещается в течение года продажа животных, что также приводит к экономическим потерям. Согласно требованиям МЭБ при регистрации в каком-либо государстве хотя бы одного случая заболеваемости свиней классической чумой страна исключается из международной торговли животноводческой продукции.

Профилактике классической чумы свиней придается особое значение в ряде стран мира. В Республике Беларусь технология производства вакцины против классической чумы свиней не разработана и вакцины не производятся. Для специфической профилактики классической чумы свиней в республике применяют живые вакцины, закупаемые в России или Голландии.

В нашей стране насчитывается 105 свиноводческих комплекса с различным объемом производства. На них по состоянию на 01.01.2008 года содержалось около 2,3 млн. свиней. Дополнительно около 1,3 млн. свиней выращивается ежегодно на личном подворье граждан. Каждая особь дважды в год вакцинируется против классической чумы свиней, для чего республикой ежегодно закупается за границей около 7-8 млн. доз вакцины. Для приобретения такого количества доз затрачивается 480 млн. белорусских рублей. Поэтому разработка и организация производства живой вакцины против классической чумы свиней в республике позволит полностью заменить поставки по импорту, что ежегодно сэкономит до 271 тыс. долларов США.

Стоимость планируемой к изготовлению вакцины составит 50 рублей за одну дозу, что будет на 20% дешевле российской (цена российской составляет 60 рублей за одну дозу) и на 440% дешевле голландской вакцины (цена голландской вакцины ~ 2200 рублей за одну дозу).

Противоэпизоотическая эффективность вакцины составит 98-99%.

Производство вакцины позволит улучшить эпизоотическую ситуацию в республике и повысить продуктивность свиноводства.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Связь работы с крупными научными программами и темами.

Выполненная работа является программой импортозамещения ГНХП «Разработать и освоить технологию изготовления вакцины сухой живой против классической чумы свиней из лапинизированного вируса» на 2008-2010 гг.

Цель и задачи исследований.

Принимая во внимание значительную актуальность проблемы целью настоящей работы является разработка технологии изготовления в условиях РУП «Институт экспериментальной ветеринарии им. С.Н. Вышелесского» и внедрение живой вакцины против классической чумы свиней из лапинизированного вируса КЧС для обеспечения 100% потребности свиноводства Беларуси в средствах вакцинопрофилактики свиней против классической чумы свиней.

Для реализации указанной цели были поставлены следующие задачи на 2008-2009 год:

1. Отработать методы культивирования вируса классической чумы свиней на кроликах.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

2. Изучить биологические свойства штамма лапинизированного вируса «АСВ+».

3. Изготовить лабораторный образец вакцины.

Объект исследованя — штамм вируса классической чумы свиней, кролики, сыворотки крови.

Научная новизна заключается в том, что в республике впервые будет разработана технология изготовления и производство сухой живой вакцины против классической чумы свиней из лапинизированного штамма ВКЧС.

Личный вклад

В выполнении экспериментальной части работы по изучению культивирования вируса классической чумы свиней на кроликах, поиску оптимального способа накопления возбудителя, конструированию вакцины против классической чумы свиней, испытанию ее эффективности в лабораторных условиях, статистической обработке полученных результатов автор лично принимал участие.

Научным руководителем — кандидатом ветеринарных наук, Гусевой Еленой Валентиновной оказывалась научно-методическая помощь в организации и проведении опытов.

ГЛАВА 1. ОБЗОР НАУЧНОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Классическая (Европейская) чума свиней

[Hog cholera, Classikal swine Fever, Swine Fever (англ.); Schweinepest (нем.); Pestes Porcine (франц.); Peste Porcinа (исп.)]

Классическая чума свиней — высококонтагиозная, вирусная болезнь всех возрастных групп и пород домашних и диких свиней, протекающая в сверхострой, острой, подострой, хронической и бессимптомной или инапарантной (ползучей) формах. Некоторые исследователи выделяют нервную форму, когда доминирующий симптом болезни — поражение ЦНС. Характеризуется при остром течении лихорадкой постоянного типа, поражением кровеносной и кроветворной систем (явления геморрагической септицемии и анемии), острым или крупозно-геморрагическим гастроэнтеритом, а при подостром и хроническом — крупозной или крупозно-геморрагической пневмонией и дифтеритическим или фолликулярно-язвенным колитом и тифлитом.

Острая чума свиней вызывается вирулентным вирусом и обычно характеризуется высоким показателем заболеваемости (100%) и летальности колеблющейся в широких пределах (до 100%), тогда как инфекции слабовирулентными вирусами могут протекать незаметно.

По решению МЭБ КЧС относится к болезням списка А (особо опасные болезни), которые должны находиться под особым контролем ветеринарной службы всех стран. О возникновении болезни Центральное бюро МЭБ ставится в известность в течение 24 часов [31, 22, 46, 49, 48, 39, 29,30, 43, 15].

1. Историческая справка

Первые описания КЧС, относятся к 1810 г. в штата Теннеси, позже — 1830 г. в штате Охио (США). Во Франции КЧС отмечалась в 1822 г., в Германии — в 1833 [43]. Но вообще в истории изучения КЧС выделяют четыре периода. Первый — 1833-19031905 гг. — охватывает время, когда из существовавшего комплекса болезней свиней, именовавшегося в Северной Америке «Plague suis» (дословно «чума свиней»), была идентифицирована и выделенна особая нозологическая форма болезни свиней «Hog holera» (также чума свиней). В эти одинаковые названия вкладывалось разное понятие. Впервые чуму свиней в 1885 году установили в Северной Америке. Сальмон и Смит описали КЧС в 1885 году и ошибочно считали возбудителем этой болезни сальмонелл. В конце 19 века КЧС была занесена в Европу, а в начале 20 века с импортируемыми животными — в Россию. Второй период (1903-1962 гг.) — установлена вирусная природа возбудителя КЧС (Д. Швейнитц и Дорсе, 1903; Дорсе, Вольтон и Брайд,1905). В 1908 году Дорсетом и Уленгутом была получена гипериммунная сыворотка против КЧС и разработан метод симультанной иммунизации (однавременное введение сыворотки и вируса чумы свиней). В 1936 г. Мак-Брайд, а затем и И.И. Кулеско в 1938 г. изготовили инактивированные кристаллвиолетвакцины против классической чумы свиней, которые в то время сыграли важную роль в профилактике и ликвидации этой болезни. Начали применять метод флюоресцирующих антител для обнаружения вируса и его титрования в культуре клеток (Сорцино, 1962). Третий период (с 1962 по 1985 гг.) — это период, когда на смену дорогостоящим и небезопасным опытам на свиньях (что существенно тормозило исследовательскую деятельность) пришел экономичный метод иммунофлюоресценции (МФА). Четвертый период (с 1986 г. по настоящее время) начинается со времени использования гибридомной технологии для изучения вируса КЧС эпитопного анализа антигенной структуры [31, 71], применения генноинженерных методов получения вакцинных препаратов (рекомбинанты на основе вируса оспы), генетических зондов на вирус КЧС, использования цепной полимеразной реакции и других достижений современной молекулярной биологии и биотехнологии. В первом периоде усилия исследователей были направлены на клинико-эпизоотологическую дифференциацию новой нозологической формы и выяснение ее этиологии. В полном согласии с господствовавшей в то время парадигмой бактериологической природы инфекционных заболеваний, поиски этиологического агента завершились установлением причастности к этой патологии В. cholera suis или (по принятой в Европе терминологии) В. suipestifer — Krause — Press (1884).

Таким образом, первоначально осложняющий КЧС агент, возбудитель паратифа свиней В. suipestifer (-Salmonella cholerae suis), и был принят за причинный агент КЧС. Только с 1903-1905 гг. была установлена истинная (вирусная) природа КЧС, а с 1907 г. Глессер установил паратиф свиней, как отдельную нозологическую форму, и В. suipestifer, как ее этиологический агент. Три возбудителя отдельных заболеваний свиней — КЧС (вирус), паратифа свиней (S. suipestifer) и пастереллеза свиней (В. suisepticum) имеют единую экологическую нишу (организм свиней), их пути часто пересекаются и это на практике квалифицируется, как осложненные формы КЧС или смешанная инфекция. Это важно знать для исключения диагностических ошибок и оценки истинной ситуации в неблагополучном хозяйстве. Хотя история КЧС как нозологической формы начинается с 1833 г., США, штат Огайо, ретроспективный анализ европейских исследователей позволяет сделать заключение, что сходные с КЧС по клинике и эпизоотологии заболевания наблюдались в европейских странах до 1833 г. Поэтому утверждения о заносе КЧС из США в Европу — весьма проблематичны.

Хансен [61] рассматривает три теории экзистенции (существования) КЧС в природе. Согласно конституционной теории вирус всегда персистировал среди поголовья свиней, но до XIX века он не приобретал размаха на относительно устойчивом беспородном свинопоголовье с естественными условиями разведения, выращивания и содержания животных. Конституционно обусловленная устойчивость свиней скрывала проявления КЧС, а перевод свиноводства на интенсивный способ ведения и чистопородное разведение способствовали эпизоотическому течению и патологическому проявлению болезни.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Вторая теория — теория резервуара, согласно которой вирус экзистировал на других видах животных и только при интенсивном животноводстве он переносится и адаптируется к свиньям. Основанием для такой гипотезы являются антигенные связи возбудителей КЧС и вирусной диареи крупного рогатого скота.

Согласно третьей теории — теории импорта (завоза), вирус экзистирует среди поголовья в странах с экстенсивным ведением свиноводства, где КЧС не вызывает высоких потерь и заносится в страны с интенсивным свиноводством и высокочувствительным поголовьем, причиняя огромные потери. Несомненно, что разные способы разведения, выращивания, содержания свиней и степень концентрации (плотность) поголовья существенно сказываются на эпизоотических и патологических проявлениях болезни.

Значительный вклад в изучение классической чумы свиней и разработку мер профилактики внесли русские ученые: П.Н. андреев, П.С. Соломкин , Н.В. Лихачев, И.И. Кулеско, А.А. Конопаткин, В.И. Попов и др., а также ученые Витебской ордена » Знак Почета» государственной академии ветеринарной медицины — профессора: Петров В.Ф.,Жаков М.С., Бутьянов Д.Д. и др. Наиболее значительные исследования по проблеме КЧС проводятся во Всероссийском научно-исследовательском институте ветеринарной вирусологии и микробиологии (ВНИИВВиМ), Всероссийском научно-исследовательском институте защиты животных (ВНИИЗЖ) и НПО «НАРВАК» г. Москва.

2. Экономический ущерб

Классическая чума свиней для стран с интенсивной системой разведения свиней считается одной из наиболее экономически важных проблем, а в ветеринарно-санитарном плане — одно из наиболее трудно ликвидируемых заболеваний. Возникновение КЧС у свиней приводит к большому экономическому ущербу, который складывается из почти 100%-ной заболеваемости всех возрастных групп свиней и летальности, достигающей 70-100%. Свинопоголовье неблагополучных по КЧС подсобных и прикухонных хозяйств, мелких откормочных ферм, отдельных свинарников, а также свиней, принадлежащих населению, подвергают убою. Большие затраты идут на проведение карантинных мероприятий: дезинфекцию, вакцинацию и др. Например, только в Голландии в 1982 — 1986 гг. для профилактики КЧС использовали 38 млн доз лапинизированной вакцины С. В странах ЕС отказавшихся от вакцинации в борьбе с КЧС, заменив ее убоем всех свиней в неблагополучных и угрожаемых хозяйствах с 1993 по 1998 г. было уничтожено более 13 млн свиней. Экономические потери составили 5 млрд долл США [48]. Учитывая особую опасность КЧС на территории Республики Беларусь, всех свиней обязательно вакцинируют против указанной болезни. Проводится жесткий мониторинг за благополучием свиноводческих племенных хозяйств по КЧС.

3. Этиология

3.1 Характеристика вируса КЧС (ВКЧС).

3.1.1 Таксономия

В 1973 г. ВКЧС был отнесен к семейству тогавирусов, роду пестивирусов. В 1987-1991 гг. появились работы уточняющие таксономические критерии ВКЧС, что позволило выделить новое семейство Flaviviridae, включающее два рода — флави и пестивирусы и вирус гепатита С.

Криптограмма — код таксономических параметров пестивирусов, — имеет вид: R/1; 4/?; S/S; V/0, что выражает следующие характеристики ВКЧС.

Однонитевая линейная РНК с молекулярной массой 4*10 дальтон, % содержания РНК в вирионе не установлен (?), вирион и нуклеокапсид сферической формы (S), естественным хозяином являются свиньи (V-позвоночные), распространяется без переносчиков [31, 32].

3.1.2 Морфология, физические свойства

Вирионы сферической или овальной формы размером 40-45 нм (53^±14); нуклеокапсид 25-35 нм, покрытый суперкапсидной оболочкой толщиной 64 нм. Коэффициент седиментации 108^± 24, 5S, плавучая плотность 1,16 — 1, 20 г/см³.

3.1.3 РНК и структура генома

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Вирусный геном представляет собой однонитчатую плюс — РНК с размером в 12284 тыс. нуклеотидов, кодирующую единый белок-предшественник, из которого формируются вирионные белки, необходимые для развития вируса в клетке. Единственная длинная открытая рамка считывания, вероятно, соответствует полипротеину длинной в 3898 аминокислотных остатков (12 kb), 4 структурным белкам (3 гликопротеида — VPI, VP2, VP3 и 1 капсидный белок — СР) и 3-7 неструктурным белкам (p125, p80, gp62, gp53, gp48, gp25 gp20). В составе генома ВКЧС неструктурные белки располагаются от N-конца к С-концу в следующей последовательности: gp44/48-gp33-gp55. Плавучая плотность, в зависимости от градиента материала и клеток, обеспечивающих размножение вируса, составляет 1,12-1,17 гсм³. Молекулярный вес вирусной РНК 4×10 дальтон, коэффициент седиментации 140-180S (40-45S в градиенте сахарозы). Геномная РНК этого вируса может использоваться как исходный материал для получения ДНК и ее клонирования.

Разработана методика получения очищенного ВКЧС. Дана полная характеристика его генома, определен порядок расположения генов структурных белков: 5΄- р23 — р14 — gp44 — 48 — gp25 — 31 -gp53 — 55 — 3΄. Общая гомология между вирусами по нуклеотидной последовательности составляет 60%, по аминокислотной — 85% [22, 31, 43].

Между представителями рода пестивирусов, включающего возбудителей КЧС, вирусной диареи крупного рогатого скота (ВД КРС) и пограничной болезни овец (ПБО), кроме молекулярно-биологического и структурно-морфологического родства возбудителей этих болезней установлено перекрестное антигенное родство в серологических реакциях (РДП, МФА, РСК, РНВ) и гетероиммунологические связи. Чермашенцев В.В. и соавт. утверждают, что вакцина против КЧС ЛК-ВНИИВВиМ может защищать телят и ягнят от свойственных им пестивирусов (универсальные свойства вакцины), а В.Н. Сюрин и соавт. подчеркивают односторонний характер антигенного родства между пестивирусами [32].

3.1.4 Структурные белки ВКЧС

Очищенные в градиенте вирионы, выращенные на клетках РК-15 и меченные S³⁵— метионином, содержат 3 основных вида вирусспецифических белков с мол. весом 54-56 К, 45-47 К и 35-37 К. Два более крупных по размеру полипептида представляют собой гликопротеины, расположенные на поверхности вириона. Вирусное происхождение этих полипептидов было подтверждено методом радиоиммунной преципитации. По аналогии с белками альфавируса полипептиды ВКЧС были названы E1 (gp55), Е2 (gp46), и С (p36). Данные электронной микроскопии и седиментации показали, что оболочка ВКЧС очень хрупкая, поскольку Е2 утрачивается в процессе избыточной очистки вирионов. К тому же Е2 представляет собой превалирующий вирионный белок в надосадочной жидкости клеточной культуры, из которой вирионы ВКЧС были удалены ультрацентрифугированием. Перемещением к более низкой осмолярности буфера было показано, что вирусные частицы утратили свои острые выступы (шипы), а Е2 удалось подтвердить в надосадочной жидкости после этой обработки. На основании этих данных были сделаны выводы, что вирусные шипы состоят из Е2-белка.

Попытка проверить наблюдение Корна о накоплении протеаз во время репликации ВКЧС в организме свиней путем использования ингибитора протеаз (тразилола) в процессе репликации вируса в клеточной культуре. В присутствии ингибитора белок С ВКЧС был только в малых количествах, но два полипептида с мол. весом 65 К и выше 90 К преобладали. Эти вирусные частицы не обладали инфекционностью. Процессинг вирусного белка-предшественника, по-видимому, подавляется данным препаратом. Механизм формирования вируса в таких условиях еще не ясен, поскольку белок С мог способствовать инфекционности. Полипептиды с мол. весом выше 55 К описаны как нерасщепленные предшественники.

В работе [67] изучали экспрессию структурных белков ВКЧС в клетках линии СV1, зараженной рекомбинантным вирусом осповакцины, несущим блок структурных генов ВКЧС, в том числе и p23-белка вирионного кора. Гликопротеины ВКЧС, синтезированные в клеточной системе не отличаются по ЭФ в ПААГ от аутентичных гликопротеинов наружной оболочки ВКЧС (gp4448,gp33 и gp55). В этой системе образуются связанные бисульфидными связями гомодимеры gp55 и гетеродимеры gp55-gp33.

Показано, что оболочечный gp55 содержит основные иммунореактивные доминанты, участвующие в нейтрализации инфекционности ВКЧС [31, 43, 62, 72].

3.1.5 Устойчивость

Вирус обладает значительной устойчивостью к воздействию различных неблагоприятных факторов. В свинарниках (полы, стены) возбудитель болезни сохраняет инфекционность в течение года. В навозе 21 день, разлагающихся трупах вирус погибает через 3-5 дней, есть данные — в разлагающихся органах свиней около 12 дней — [49], в почве через 7-14 дней, на поверхности почвы прямой солнечный свет убивает его в течение 3-5 дней. Низкие температуры действуют консервирующе. В охлажденной свинине вирус не теряет патогенности до 94 дней, в замороженной — сохраняется несколько лет, а в замороженной печени — 226 дней. В крови при минус 5ºС вирус сохраняется до 6 месяцев, в салонине — более 10 месяцев, в копченостях — 3 месяца. В лиофильно высушенном состоянии вирус сохраняет вирулентные свойства от 4-х до 10 лет. Высокая температура действует на вирус губительно, однако инактивация вируса физическими средствами частично зависит от среды, в которой содержится вирус: в культуральной жидкости инфекционность теряется через 10 мин при 60ºС, тогда как в дефибринированной крови вирус не инактивируется в течение 30 мин при 68ºС. Сыворотка крови больных КЧС при 37ºС содержит активный вирус в течении 11 дней. Полная его инактивация при такой температуре наступает через 18-20 суток. При 56ºС вирус инактивируется через 60 мин, при кипячении — моментально. Вирус чумы свиней является стабильным в диапазоне pН от 5,0 до 10,0; выше и ниже этих значений инфективность резко падает [22, 43]. Быстро инактивируется под действием эфира, хлороформа, и дезоксихолата, чувствителен к трипсину, и липазам, MgCl₂ не оказывает на него стабилизирующего действия. Наиболее эффективными дезосредствами при КЧС являются 2-3%-ный раствор NaОН, 2-3%-ный раствор формальдегида, раствор хлорной извести (1:20 или 15-20%-ная водная взвесь), 3-6%-ное крезоловое мыло [19, 31, 32, 43, 50].

3.1.6 Антигенные свойства ВКЧС

Достоверных данных в отношении АГ-вариабельности вируса нет. Это подтверждается высокой эффективностью вакцин из штамма SFA (АСВ) и К в различных зонах земного шара. Все штаммы ВКЧС родственны в антигеном отношении, имеется один иммунологический тип вируса, который по степени вирулентности разделяется на три (А, В, С) серологические группы. К группе А относятся высоковирулентные штаммы, которые вызывают остропротекающую болезнь у свиней всех возрастов (штамм Альфорт), а также лапинизированные и «холодные» варианты культурального вируса. К группе С относятся слабовирулентные штаммы (американский штамм 331 и другие), которые вызывают острое течение болезни только у поросят, а у взрослых свиней — атипичную или хроническую чуму. К группе В относятся авирулентные штаммы (Тиверваль, К), которые используются для изготовления живых вакцин.

Штамм 331 ВКЧС, вызывавший персистентную инфекцию у экспериментально инфицированных свиней и вирулентный штамм «Эймз» в реакции перекрестной нейтрализации показали существенные различия. Наблюдали 64-кратное различие титров с гомо- и гетерологичной антисыворотками. Выявлено также незначительное антигенное различие между аттенуированным китайским штаммом ВКЧС и вирулентным штаммом АLD в РДП при использовании специфической аутосыворотки на аттенуированный штамм [32, 31, 43].

На Украине, в Литве, Казахстане выделены полевые (эпизоотические штаммы вируса), обладающие лапинизированными свойствами, вызывающие у кроликов повышение температуры тела. Считается, что, вероятно, это изначально природная популяция вируса КЧС, а возможно и смешанная популяция полевых и вакцинных штаммов с лапинизированными свойствами.

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

Японскими исследователями получены данные о зависимости между вирулентностью штаммов ВКЧС и их нейтрализацией антисыворотками к ВД КРС. Параллельное определение вирулентности штаммов ВКЧС на свиньях и их поведение в реакции нейтрализации показало, что антисыворотка к ВД КРС нейтрализовала низковирулентные штаммы ВКЧС сильнее, чем штаммы ВКЧС с высокой вирулентностью. В соответствии с результатами нейтрализации штаммы ВКЧС были классифицированы на две группы: высоковирулентные и слабовирулентные. Вариабельность вируса проявляется не только различной вирулентностью для свиней, но и различными АГ взаимоотношениями с вирусом диареи КРС. Установлено одностороннее родство между ВКЧС и ВД КРС: АТ к ВД КРС нейтрализуют ВКЧС, но АТ к ВКЧС не нейтрализуют вируса диареи [60, 43]. Однако автор работы [31] упоминает о случаях, когда практические ветеринарные врачи с целью профилактики вирусных желудочно-кишечных болезней у телят иммунизировали их вакциной против КЧС и достигали снижения заболеваемости животных.

Доказана возможность межвидовой передачи пестивирусов как в естественных так и в экспериментальных условиях. Межвидовая передача пестивирусов затрудняет идентификацию возбудителя и соответственно постановку правильного диагноза.

Сравнивали нуклеотидные последовательности 5′-нетранслируемой области геномов 73 изолятов (42, выделенных от свиней, и 31, выделенного от жвачных), включая 65 японских изолятов (35, выделенных от свиней, и 30, выделенных от жвачных). Большинство изолятов, выделенных от свиней, входят в состав двух основных подгрупп — подгруппы 1 вируса классической чумы свиней, представленной штаммом Брешия, и подгруппы 2 вируса КЧС, представленной штаммом Альфорт. Однако, японские штаммы Канагава/74, Окинава/86, Окинава/86-2, и Таи CBR/93 образуют новую подгруппу, представленную штаммом р97. Большинство изолятов, выделенных от жвачных, классифицированы как вирус диареи КРС генотипа I, включающего две подгруппы — вирус диареи КРС-Ia (представлен штаммом NADL) и вирус диареи КРС-Ib (представлен штаммом Osloss). Два изолята, полученных от КРС (MS-1 и SY-89), а также контаминирующий линию клеток овцы штамм V/FLL отнесены к вирусу диареи КРС генотипа П. Таким образом, филогенетический анализ с использованием 5′-нетранслируемой области геномов полезен для быстрой характеристики полевых изолятов.

3.1.7 Патогенные свойства ВКЧС

Анализ антигенных свойств ВКЧС в РНВ позволяет выявить наличие серологических вариантов и корреляцию антигенных различий с вирулентными свойствами возбудителя. Кроме серологических различий маркером вирулентности могут служить быстрое размножение и образование крупных клеточных бляшек при 39-40ºС (вирулентные штаммы), оптимальное размножение при 33-34ºС, а медленное размножение и формирование мелких бляшек — как признак авирулентных штаммов. Резистентность к нагреванию при 55ºС — признак высоковирулентных штаммов, а потеря инфекционности при таком температурном воздействии является свойством авирулентных штаммов. Установлена положительная корреляция между летальным исходом через 7 дней после инокуляции высоковирулентного штамма и его способностью размножаться в культурах альвеолярных макрофагов (титр 4,75-6,0 lg КК ИД₅₀/мл). Авирулентные штаммы в культуре альвеолярных макрофагов размножаются плохо или совсем не размножаются [60]. Автор указанной работы приводит данные классификации 135 полевых изолятов ВКЧС в США методом биопробы на свободных от специфических патогенов свиньях. Изоляты были разделены на 4 категории:

1. Высоковирулентные — свиньи болели и погибали (61 или 45% изолятов).

2. Слабовирулентные — свиньи болели в хронической форме и выздоравливали или погибали после пролонгированного течения (37 или 27% изолятов).

3. Авирулентные (иммунизирующие) — свиньи почти или вовсе не реагировали и оставались здоровыми при последующем заражении вирулентным вирусом (29 или 22% изолятов).

. Персистентные вирусы — вирусы, индуцирующие персистентную инфекцию и иммунологическую толерантность.

В этом случае у свиней наблюдались клинические признаки КЧС, но развивалась, персистентная инфекция, во время которой они оставались относительно здоровыми, однако в крови у них содержался вирус в высокой концентрации. Таких изолятов было 8 или 5%.

Эти 8 изолятов, вызывавшие персистентные инфекции у подопытных свиней, были выделены в 1965-1976 гг. при спорадических заболеваниях свиней. 7 подопытных свиней пали в течение 30, 32, 56, 9, 114, 137 и 152 дней, соответственно, тогда как 8-ю свинью забили на 53-й день после инокуляции. Поскольку все животные давали 1-2 кг привесов в неделю и выглядели здоровыми, полагали, что эти изоляты отличались от слабовирулентных штаммов. Шесть из подопытных свиней с персистентной инфекцией были заражены вирулентным вирусом КЧС. Двое из этих 5 животных пало после введения вирулентного вируса. Авторы полагают, что свойство персистентности — уникально для данных штаммов, хотя специфический хозяин (свинья) также играет роль в развитии персистентной инфекции. Это подтверждается тем, что один из этих изолятов был введен нескольким свиньям, но не у всех из них развилась персистентная инфекция.

Выделяя четвертую группу вирусных изолятов, обуславливающих персистентную инфекцию и иммунологическую толерантность, не выделяют критерия их отличия от слабовирулентных и авирулентных штаммов. Признак персистенции вируса и иммунологической толерантности обусловлен не только и не столько вирусом, как пренатальным и неонатальным периодом инфицирования. Однако это не означает, что у персистирующих вирусов нет особых генетических или фенотипических маркеров, которые пока не познаны. Авторы монографии полагают, что некоторые полевые слабовирулентные штаммы ВКЧС более всего причастны к воспроизведению персистентной или хронической инфекции. Такие формы инфекции возникают чаще всего после внутриутробного заражения и являются решающими моментами в эпизоотологии КЧС, ее диагностике, иммунологии и специфической профилактике. Опытным путем подтвердили, что штамм Берген является слабовирулентным, способным вызывать врожденную (конгенитальную) инфекцию. Супоросных свиноматок ставили на контакт со свиньями, инокулированными штаммом Берген ВКЧС. Поросята от опытных свиноматок родились живыми, но с признаками персистентной инфекции (отсутствие антител или клеточного иммунного ответа на вирус КЧС, даже при наличии нормального иммунного ответа на другие антигены). Существует и иная классификация штаммов ВКЧС по признаку вирулентности (высоковирулентные, умереновирулентные, слабовирулентные и вакцинные штаммы). Вакцинный вирус от полевого вирулентного при этом дифференцируют посредством панели Мат.

3.1.8 Тератогенные свойства

ВКЧС обладает тератогенными и другими патогенными свойствами в зависимости от срока беременности. Так, например, при инфицировании супоросных маток на 65-й день происходила гибель плодов более чем в 30 % случаев. У оставшихся в живых гистерэк-томированных плодов обнаруживалась виремия и отсутствовали ВНА. При заражении свиноматок между 94 и 101 днем супоросности гибели плодов не наблюдалось. Очевидно 65-й день беременности является последним сроком для установления персистентной виремии у плода.

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

4. Культивирование ВКЧС

Метод культивирования вируса в лабораторных условиях на неиммунных свиньях дорог и небезопасен.

Большинство используемых в настоящее время живых вакцин против КЧС выращивают в культурах клеток, наряду с производством вакцин получаемых путем размножения вируса в организме кроликов.

Культивирование ВКЧС in vivo и в культуре клеток описывают многие исследователи [1, 8, 23, 37, 51, 42, 52, 9, 4, 20, 55, 28, 21, 47, 54, 27].

Первые исследования по получению и размножению вакцинных штаммов вируса КЧС в клеточных культурах для изготовления вакцины были проведены в СССР и завершены в 1967 г. [47].

Особенностью размножения вируса чумы свиней в КК является отсутствие цитопатических изменений в зараженных клетках, относительно невысокие урожаи вируса, относительно ограниченный спектр восприимчивых клеток.

Для культивирования эпизоотических и аттенуированных адаптированных вакцинных штаммов применяют первичные и различные субкультуры клеток. Приемлемые результаты накопления вируса получены в перевиваемых линиях клеток почек свиней РК-15. При 39-40°С вирулентные штаммы в этой культуре клеток активно репродуцируются, образуя большие флюоресцирующие участки клеток. Вакцинные штаммы образуют небольшие флюоресцирующие участки клеток медленно размножаясь при 33-34 ºС. В культуре клеток РК-15 титр вируса достигает 10⁷-10⁸ БОЕ/мл и цикл репликации длится 15-16 ч. Вакцинный шт. ЛК-ВНИИВВиМ максимально накапливался только на 4-5-е сутки и титр его был одинаков. Максимальные титры вируса (шт. Ши-Мынь) в культуре клеток РК-15 отмечали на 2-5-е сутки (5,25-6,26 lg ИД₅₀/мл). Шт. ЛК-К ВКЧС накапливался в суспензионной культуре клеток ПСГК до 5-7 lg ККИД ₅₀/мл. Оптимальным методом выращивания культурального вируса (шт. ЛК-ВНИИВВиМ и Ши-Мынь) оказалась роллерная технология.

Большая часть вновь образующегося вируса связана с клетками или адсорбирована на них, и только 1% инфекционных вирионов находится в жидкой фазе.

ГА- и гемадсорбирующие свойства ВКЧС — не установлены.

Вирус хорошо репродуцируется в культуре клеток почки мини-свиней (ПМС), в первичных клетках костного мозга (КМС), лимфоцитах, легких, селезенке свиней и тестикул ягнят (ТЯ). Культура лейкоцитов свиней более чувствительна к вирусу, чем РК-15. Оптимальный возраст культуры свиных лейкоцитов колеблется от 1 до 5 суток. Максимального уровня титр вируса достигает на 4-8 сутки после заражения. Уровень репродукции различных штаммов вируса в культурах макрофагов интактных и иммунизированных поросят одинаков. Установлена корреляция между вирулентностью штаммов ВКЧС и их способностью размножаться в культуре альвеолярных макрофагов. Вирус так же размножается в культуре клеток тестикул поросят, вызывая ЦПД при использовании аргинин буферной среды. Разработаны методы культивирования ВКЧС в КК лимфомы свиней [66, 43], в суспензионной КК почки свиней линии SК-6, [68, 47], на РК-65, выращенных на микроносителе цитодекс-3 [59], на первичной КК почки эмбрионов свиньи, на КК эмбриона кролика (ПЭКр), на линии клеток почки кроликов РК13 [65, 47], на первичной КК почки ягнят. Стабильные линии клеток почек 1,5-месячных поросят из благополучного по КЧС хозяйства — оказались чувствительными к вакцинному (шт. ЛК-ВНИИВВиМ) и эпизоотическому (шт. Ши-Мынь) штаммам.

Установлена возможность культивирования штамма «Синлак» ВКЧС в перевиваемых культурах клеток несвиного происхождения Vero и ГК (роллерным способом), а также в культуре клеток невриномы гассерова узла крысы (НГУК-1), что позволяет накапливать вирус в этой системе до 6,5-7 lg ИД_50/мл без риска контаминации персистирующим вирусом КЧС, обнаруженным в свиных культурах.

Вирулентные штаммы размножаются в условиях одиночного цикла (one step cycle) роста только при повышенной температуре (39-40°С), оптимальной является температура 39°С. Аналогичные штаммы хорошо размножаются in vitro и при температуре 37°С.

Только аттенуированные штаммы способны размножаться при 22°С, поэтому их репродукция in vitro может лимитироваться относительно высокой температурой тела свиней.

Установлена пестивирусная контаминация некоторых перевиваемых культур свиного происхождения, в частности, перевиваемой культуры клеток ППК-666. Изучено накопление персистирующего вируса-контаминанта КЧС и разработана методика деконтаминации культуры клеток ППК-666 путем культивирования монослоя клеток с сывороткой крови, содержащей высокие дозы ВНА, а также клонированием и реклонированием культуры клеток.

Заражение гемопоэтических клеток костного мозга приводит к усилению апоптоза и некроза, в основном неинфицированных клеток особенно внутри линии гранулоцитов. Основная роль в индукции апоптоза принадлежит контакту между инфицированными и неинфицированными клетками, так как в индукции апоптоза не выявлено участия макрофагов, фибробластов и растворимых факторов, типа цитокинов, а также реакционноспособного кислорода. Это указывает на непрямой механизм апоптоза.

Обычные коммерческие сборные нормальные сыворотки крупного рогатого скота постоянно содержат антитела к пестивирусам в титрах 1:4-1:10 и 40% сывороток овец также не пригодны для культивирования ВКЧС по этой причине. Обработка таких сывороток полиэтиленгликолем позволяет освободиться от этих антител. Очищенные сыворотки обладают повышенными ростовыми качествами, поэтому их можно вносить в культуральные среды в меньшем количестве (не более 5%).

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

Инфекционные титры воспроизводимы и могут быть определены уже через 24 ч после инфицирования культуры. Определить инфекционную активность вируса можно методом флюоресцирующих бляшек. Разработан метод титрования вируса путем учета негативных колоний под агаровым покрытием. Подобраны три линии клеток, формирующих негативные колонии при культивировании в монослое: РК15, RРД10 и RPTY. Предложен также метод титрования ВКЧС в культуре клеток с помощью феномена экзальтации. Вначале культуру инфицируют ВКЧС, а затем (через определенное время) — вирусом НБ — шт. Миадера (вирусом болезни Тешена). Клетки, в которых размножился ВКЧС, под влиянием вируса НБ разрушаются (ЦПД), тогда как клетки, зараженные одним ВКЧС, не изменяются. Кроме того, предложен тест экзальтации гемагглютинации и ингибиции ЦПЭ с использованием клеток почки свиней и вируса НБ — шт. Сато (один из штаммов вируса гриппа). Здесь цитопатогенный вирус ингибируется в результате предварительной инокуляции ВКЧС; эта ингибиция сопровождается значительным увеличением образования ГА вируса НБ.

5. Эпизоотология

5.1 Распространение

В настоящее время, за исключением нескольких стран, чума свиней распространена по всему миру. С 1960 по 1985 гг. (за 25 лет) в 10 странах ЕЭС зарегистрировано 47063 очагов КЧС [32]. В 1996 году в Европе КЧС зарегистрирована в Австрии, Албании, Германии, Словакии, Словении, Латвии, Молдове, Хорватии, Чехии, Болгарии, России, Украине, в 1999 году — в 19 странах мира, в том числе в Российской Федерации, Молдове, Германии, Болгарии, Китае, также в Центральной и Южной Америке, Азии и т.д. Распространение чумы в Европе связано с наличием стационарных или энзоотических по чуме районов, связанных с резервуарами вируса болезни, локализирующихся в крупнейших популяциях домашних свиней — на свинокомплексах. К странам, где резервуаром вируса могут быть домашние свиньи, относятся Россия, Республика Беларусь, Хорватия [58, 30]. С 1985 по 1991 гг. в СССР (СНГ) зарегистрировано 206 очагов КЧС, в том числе в РФ — 116. В 1997 г. в стационарно неблагополучных регионах РФ зарегистрировано 10 вспышек КЧС. В 1998-1999 годах отмечены интенсивные вспышки классической чумы в Германии, где падеж свиней достигал 45,4% от числа заболевших. Основной источник инфекции — ввод в стадо животных, приобретенных на стороне. В Болгарии до 90% случаев передача возбудителя чумы среди свиней происходила при скармливании необеззараженных пищевых отходов. В 1998 г. вспышки чумы продолжались в Испании, где обнаружили 3 очага. Из 4113 животных заболело 1694 (41,2%), пало 414 (24,4%), остальные уничтожены. В указанный период чума прокатилась по Италии, Швейцарии, Хорватии, Болгарии, Малайзии, Индонезии, Молдавии, и др. странам [1, 2, 30, 58]. Характерной особенностью эпизоотии КЧС в Европе в последнее десятилетие является легкая и хроническая форма заболевания с нарушениями функции воспроизводства. Причиной такого течения болезни является широкая циркуляция низковирулентных штаммов вируса, вызывающих слабоманифистированную хроническую инфекцию [48].

Страны, входящие в ЕЭС, приняли программу ликвидации КЧС, которая предусматривает на первом этапе резкое сокращение, а в дальнейшем полное прекращение профилактических прививок против КЧС. В основу ликвидации и профилактики положены тотальный санитарный убой, свиней неблагополучного стада, ограничение ввоза мяса свиней и самих животных из государств, где проводят вакцинацию свиней против указанной болезни. Подобная стратегия борьбы с КЧС была принята в США еще с 1962 г. и позволила в 1977 г. ликвидировать заболевание. В настоящее время от КЧС свободны Дания (1933 г.), Ирландия (1956 г.), Великобритания (1966 г.), Финляндия, Австралия, Новая Зеландия, Северная Америка, Африка, Норвегия, Швеция, Канада, Австралия, Исландия и еще более 11 стран [29, 30, 47, 54, 43].

5.2 Источники и пути передачи инфекции

Заболевают классической чумой только свиньи — дикие и домашние — независимо от возраста и породы, однако некоторые авторы отмечают зависимость устойчивости к чуме от породы. Установлено, что дикие свиньи и свиньи местных пород, например — кубанской и северокавказской, более устойчивы к чуме, чем свиньи других пород. При вспышках чумы они переболевают в более легкой форме и с меньшей смертностью. Высокопродуктивные животные более восприимчивы [31, 7]. Более восприимчивы поросята-отъемыши. Лабораторные животные и люди невосприимчивы. В лабораторных условиях путем длительных серийных пассажей ВКЧС удается адаптировать к организму кроликов, морских свинок.

Источник инфекции — больные животные, выделяющие вирус во внешнюю среду уже в инкубационном периоде (на 1-2 день после заражения), а также свиньи-вирусоносители, которые чаще всего обуславливают стационарность болезни. Вирусоносительство продолжается до нескольких лет. Вакцинация не прекращает вирусоносительства. Вирус выделяется из организма с мочой, фекалиями, спермой, секретами слизистых оболочек глаз и носа а также с плодными водами и оболочками при абортах. Заражение происходит, главным образом, через пищеварительный тракт с инфицированными кормами и водой, а также через дыхательные пути, коньюнктиву, слизистые оболочки и поврежденную кожу. Определенную роль в распространении вируса могут играть кровососущие насекомые, а также иммунизация животных с использованием одной несменяемой иглы (если смочить кончик кровью больной КЧС свиньи и уколоть ей здоровую, последняя заболеет. Описана передача ВКЧС комарами. Примерно из 100 комаров разных видов, отловленных в двух неблагополучных по КЧС фермах, готовили суспензии и заражали поросят. В 8 случаях поросята заболевали. Патогенной оказалась суспензия комаров из родов Aedes, Anopheles, Psorophora и Culex.

Установлена возможность распространения болезни с инфицированной спермой при искусственном осеменении [46, 48].

Значение в распространении ВКЧС имеют механические переносчики: домашние и дикие животные, мухи, птица, обслуживающий персонал.

Один из основных факторов распространения инфекции — трупы животных, завоз продуктов убоя больных чумой свиней, отходов мясокомбинатов, боен, столовых, и скармливание их животным без надлежащего обезвреживания, а также ввоз в хозяйство свиней в инкубационном периоде болезни и вирусоносителей, занос вируса с грубыми и сочными кормами, зараженными дикими свиньями, контаминированные вирусом вода, подстилка, навоз, предметы ухода, одежда, перевозочные средства (автомашины, вагоны, повозки и т. п.) и др.

Так, изучение причин вспышек КЧС в Беларуси в 1989-1995 гг. показало, что в 23% случаев вирусный агент был занесен при завозе инфицированных свиней и продуктов их убоя из неблагополучных пунктов, в 12,5% — при скармливании необеззараженных и пищевых отходов, а в 10% случаев причиной заболевания стала несвоевременная иммунизация свиней, недопрививка молодняка. Причиной распространения инфекции в ряде хозяйств был низкий уровень напряженности иммунитета у 25-35% поголовья поросят-отъемышей и у 35-45% поросят на доращивании и откорме. Такое явление связанно с рядом причин: генетически обусловленной недостаточностью иммунного ответа у части вакцинированных свиней, низкой иммунореактивностью поросят, особенно до отъемного возраста, подавлением вакцинального иммунитета у поросят колостральными антителами [22, 49, 48, 5, 16, 27, 11].

Возможным фактором передачи могут быть биопрепараты для профилактики КЧС, в которых должна отсутствовать остаточная вирулентность, не должны быть контаминированы эпизоотическими штаммами ВКЧС, вакцинные штаммы не должны реверсировать в исходное вирулентное состояние.

Главная причина распространения чумы в современных условиях — вывоз на мясокомбинаты и в другие хозяйства из неблагополучных хозяйств животных без ограничения за 2 недели до появления болезни и после начала ее до установления диагноза. Реализация продуктов убоя таких свиней

Наиболее важным аспектом в циркуляции вируса КЧС в природе является трансплацентарная передача полевых и вакцинных штаммов, врожденная персистентная КЧС-инфекция у плодов и новорожденных поросят. Прослеживается тесная связь кругооборота вируса с кругооборотом репродуктивного цикла воспроизводства свиней. Циркуляция вируса в популяции «свиноматка — плод — потомство» является основным связующим звеном естественного кругооборота вируса.

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

Пять пар свиней экспериментально заражали ВКЧС, выделенным во время эпизоотии в Бельгии в 1993-1994 гг. На 8-ой день после заражения у всех животных регистрировали виремию. существовавшую по крайней мере в течение 3 дней. Больных свиней удаляли из мест содержания и через 20 часов заменяли пятью парами чувствительных животных, за которыми наблюдали в течение 35 дней. В первые три недели опыта места содержания не чистили и не дезинфицировали. За все время наблюдения ни одно чувствительное животное не заболело. Таким образом, распространение вируса КЧС с выделениями не играет главной роли на ранних стадиях инфекции.

Если возбудитель заноситься в хозяйство с кормом или при первичном заносе вируса в благополучное хозяйство болезнь протекает в виде эпизоотической вспышки, охватывая через 2-3 дня большую часть свинопоголовья, а если со свиньями-вирусоносителями и в стационарно неблагополучных хозяйствах — то медленно (вначале заболевает небольшое количество животных, а через 10-14 дней почти все поголовье).

Чума может возникать в любое время года, однако чаще всего заболевание регистрируют в осенний период.

Эпизоотический процесс при КЧС в стационарных очагах имеет свои особенности: взрослые свиньи не болеют благодаря поствакцинальному иммунитету. Подсосные поросята не болеют благодаря колостральному иммунитету. Заболевают в основном поросята-отъемыши, так как активный иммунитет, образующийся у них на фоне напряженного колострального, слабый. В дальнейшем в стационарно неблагополучном хозяйстве вирулентность вируса КЧС снижается, и чума, как правило, протекает хронически (поросята превращаются в «заморышей» и становятся резервуаром вируса).

В настоящее время КЧС имеет ряд эпизоотологических особенностей:

. Вспышки болезни регистрируются в хозяйствах и свиноводческих комплексах, где проводятся плановые профилактические прививки против КЧС. При этом, болеют преимущественно поросята на участке доращивания в возрасте 50 -70 дней. Вакцинация поросят в профилактических дозах не предохраняет их от заболевания. Это, по видимому связано: во-первых, с возможным различием антигенных свойств вакцинного и эпизоотического штаммов вируса, циркулирующего в хозяйстве; во-вторых, с низкой иммуногенностью вакцин; в-третьих, с низким иммунным статусом вакцинированных животных.

. Все чаще регистрируют атипичную форму КЧС, или персистентно протекающую инфекцию, при этом отмечают аборты у свиноматок, задержку роста и развития поросят или бесплодие свиноматок. Это обусловлено внутриутробным инфицированием плодов слабовирулентными штаммами вируса. При этом, заражается только часть плодов, а остальные поросята рождаются неинфицированными или толерантными. После рождения инфицированные поросята погибают в первые дни жизни, неинфицированные — когда заканчивается действие колостральных антител, а толерантные — выживают, оставаясь пожизненными вирусоносителями [2, 32, 31, 22, 46, 49, 53, 29, 43, 25].

.3 Природная очаговость. Природная очаговость КЧС среди кабанов представляет опасность для свиноводства возможным вовлечением домашних свиней в цепь циркуляции возбудителя. Природная очаговость чумы в стране обусловлена рядом объективных факторов:

— прямыми и косвенными связями между дикими и домашними свиньями.

— устойчивостью ВКЧС, длительным вирусоносительством, разнообразием путей его передачи от больных кабанов здоровым при непосредственных контактах или через объекты внешней среды, инфицированные выделениями больных животных, длительным поддержанием вируса в популяциях благодаря конгенитальному заражению плодов;

— антропогенным воздействием на среду обитания кабанов, взаимному обмену вирулентным вирусом при наличии больных среди диких и домашних свиней вследствие отсутствия скотомогильников и убойных площадок, захоронении трупов павших или внутренностей вынужденно убитых животных в землю, вынужденное использование дикими свиньями кормов, пищевых отходов, подстилки на полях и фермах;

— последующий контакт особей этого вида приводит к распространению болезни внутри популяции, а их миграция (суточный переход достигает 10-20 км) расширяет ареал носительства вируса. Не исключена в этом процессе роль кровососущих членистоногих. Дополнительным связующим звеном с домашними свиньями могут быть пищевые отходы вследствие использования человеком мяса кабанов.

Результаты эпизоотологического анализа показал, что эпизоотии чумы среди кабанов на территории Беларуси были зарегистрированы в 1901, 1906, 1911, 1912,1927, 1936, 1964, 1972, 1974 и в 1991 гг. Эпизоотию чумы диких кабанов регистрировали на территории «Беловежской Пущи» (1901 г.), в дальнейшем Государственного заповедно-охотничьего хозяйства «Беловежская Пуща» (ГЗСХ), Государственного национального парка «Беловежская Пуща» и в 1991 г. в урочище колхоза им. Фрунзе Шкловского района Могилевской области. Предполагается, что источником возникновения чумы в 1964 г., и в ГЗСХ «Беловежская Пуща» в 1972 г. явились больные чумой домашние животные, находившиеся в личном пользовании. Затем от диких кабанов заболели домашние свиньи в Гродненской области — была доказана возможность взаимного перезаражения домашних и диких свиней. К 2005 г. численность диких кабанов в Беларуси достигла 1,3 тысяч, на Украине — 39 тысяч, там эпизоотия в 30% случаев распространяется от диких кабанов.

При анализе вспышек эпизоотий диких кабанов выявлен ряд закономерностей: Появление заболевания в зоне, где имеется много естественного корма и высокая плотность животных; появление чумы свиней в августе-сентябре месяце; заболевает преимущественно молодняк. Следует отметить, что чума диких кабанов, как правило, совпадает с эпизоотиями указанной инфекции у домашних свиней.

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

Вспышки чумы диких кабанов в 1991-1997 гг. были отмечены в центральной части России в Смоленской, Брянской, Калужской, Тверской и Московской областях. В 25% случаев чуму диких кабанов в Беларуси выявляли на границе с Россией и в 75% случаев на границе с Польшей в «Беловежской пуще».

В течение 1964-1977 гг. чуму регистрировали поочередно в Белоруссии, Молдавии, Западной Украине, Центральной России, Северном Кавказе и Приморье. В 1986-1989 гг. КЧС охватила Молдавию, Одесскую, Черновицкую и др. области Украины. В 1990-1991 гг. случаи распространения КЧС среди кабанов, а затем и домашних свиней установлены в Брянской, Тверской, Смоленской, Московской, Курской и других областях. Неблагополучны по чуме кабанов средняя полоса России, Северный Кавказ, Приморье, Забайкалье, Бурятия, Днестровско-Бугское междуречье, Закарпатье, Беловежский лесной массив. В Приморском крае чума также широко распространена в хозяйствах 12 районов.

В настоящее время профилактика против чумы диких кабанов дорогостоящая, трудоемкая и не всегда проводится [31, 22, 3, 56, 53, 39, 43, 15].

6. Патогенез

Патогенез при КЧС необходимо рассматривать на клеточном уровне и на уровне целого организма. Установлено, что тип взаимодействия вируса с клетками — персистентный, проникновение вируса в клетку — рецепторза-висимое. Несмотря на продуктивную инфекцию, широкий спектр вирулентных свойств возбудителя — от высоковирулентных до авирулентных (иммунизирующих) штаммов, многообразие клинических, морфологических и иммунологических форм проявления болезни, обширные поражения тканей и органов in vivo, возбудитель не оказывает ЦПД на зараженную клетку и, следовательно, не ясен патогенетический механизм in vitro. Система мононуклеарных фагоцитов обеспечивает диссеминацию вируса в организме свиней.

На уровне целого организма вирусный патогенез представляется так: инфект (ВКЧС) — ворота инфекции (миндалины и носоглотка) — первичная виремия (10-16-24 ч после заражения) — максимальное накопление ВКЧС в органах иммунной системы (лимфоузлы, селезенка, костный мозг, лимфоидные образования слизистой оболочки пищеварительного (пейеровы бляшки, миндалины и солитарные узелки) и дыхательного трактов). На 4-6-е сутки — вторичная инфекция. На 4-е сутки после инфицирования — вирусовыделение с секретами и экскретами. Распространение вирулентного вируса по всему организму обычно заканчивается в пределах 5-6 дней.

Патогенез КЧС можно рассматривать как вирусиндуцированное нарушение ферментных систем у больных животных, в частности, поражения поджелудочной железы с поступлением в кровь химотрипсина и развитием автоиммунного процесса. В организме вирус размножается в лимфоцитах лимфоузлов, селезенки, костного мозга и эндотелии кровеносных сосудов, вызывая дистрофические и некротические изменения.

Макрофаги (МФ) являются не только эффекторной клеткой иммунной системы, но и секреторной, обладающей значительным цитолитическим потенциалом (протеазы и свободные радикалы кислорода). Неспецифическая цитотоксичность МФ селезенки резко возрастает при персистенции вирусов в клетках. Под действием репродукции ВКЧС ингибируется фагоцитарная функция и активируется секреторная функция МФ. В то же время ВКЧС не оказывает прямого ЦПД на лимфоциты, так как все попытки показать in vitro тяжелые нарушения реактивности Т- и В-лимфоцитов имели отрицательный результат. Поэтому поражение клеток (некроз лимфоцитов) при КЧС является результатом непрямого действия вируса, и развивается в результате активации цитолитического потенциала зараженных клеток-мишеней (МФ) при непосредственном контакте с другими клетками (лимфоцитами, эпителиальными, эндотелиальными и др.). Либо разрушение лимфоцитов может быть вызвано усиленным высвобождением глюкокортикостероидов из гиперпластической коры надпочечников.

Вирус вызывая гибель Т- и В-лимфоцитов приводит к истощению лимфоидной ткани, атрофии тимуса, «мраморности» лимфоузлов и иммунодефициту. Указанные изменения приводят не только к развитию лейко- и лимфопении (количество лейкоцитов снижается до 2 тысяч и ниже в мкл), но и к развитию анемии (постоянный симптом при КЧС), к нарушению дифференциации иммунокомпетентных клеток, что, в конечном итоге, приводит к угнетению продукции иммуноглобулинов, в том числе, специфических антител. Это способствует активации вторичной инфекции и КЧС осложняется пастереллезом, сальмонеллезом, гемофилезами и др., что сопровождается развитием крупозно-геморрагической пневмонии, дифтеритического (некротического) или фолликулярно-язвенного колита и тифлита. Кроме того, макроорганизм в отличие от культивируемых клеток имеет систему кровообращения. Следовательно, возникают циркулярные нарушения кровообращения, вызванные непрямым воздействием вируса — развивается тромбоцитопения, мукоидное и фибриноидное набухание, некроз стенок кровеносных сосудов, накопление кислых мукополисахаридов. и, как следствие, повышение их проницаемости. Тромбоцитопения и изменение коагуляционных параметров, по-видимому, является основным фактором в патогенезе геморрагического диатеза при КЧС. ВКЧС вызывает повреждение циркулирующих тромбоцитов, начиная со второго дня после заражения. Так как заметная тромбоцитопения наблюдается вскоре после заражения.

В результате таких изменений возникают множественные диапедезные кровоизлияния в слизистых и серозных оболочках, коже и паренхиматозных органах. В результате поражения кровеносных сосудов микроциркуляторного русла развиваются инфаркты в селезенке.

В ЦНС, в результате повреждения кровеносных сосудов и вторичных воспалительных процессов, происходит развитие периваскулярных инфарктов, характерных для негнойного энцефалита лимфоцитарного типа, что приводит к появлению таких клинических признаков, как возбуждение или явление депрессии.

Доказано что разрушение мегакарицитов в костном мозге, тоже, является важным патогенетическим фактором.

Распространенная точка зрения в настоящее время состоит в том, что патологические процессы и летальный исход определяются разрушением В-лимфоцитов или В-лимфобластов в зародышевых центрах лимфоузлов.

Существуют шесть концепций патогенетического механизма при КЧС: 1) КЧС как иммунопатологический процесс циркулирования в крови комплексов АТ-АГ и их оседания на поверхности сосудов; 2) КЧС как процесс нарушения коагуляционных механизмов крови; 3) КЧС как сверхострый паралимфобластический лейкоз; 4) КЧС как процесс вирусиндуцированного расстройства ферментных систем организма с гиперпродукцией химотрипсина; 5) КЧС как процесс вирусиндуцированного поражения надпочечников с гиперпродукцией глюкокортикостероидов из гиперплазированной корковой зоны; 6) КЧС как процесс вирусиндуцированной активации клеток СМФ и (или) нейтрофилов с гиперпродукцией цитотоксинов-протеаз и свободных радикалов кислорода.

Клетки, зараженные ВКЧС, не несут или несут очень мало вирусного АГ на своей поверхности, поэтому инфицированные клетки могут избегать иммунной атаки клеток хозяина. Подтверждается патогенетическое значение протеаз — выраженнее болеют КЧС более упитанные животные, получающие богатый белками корм (опыты на крысах показали, что у них при таком режиме кормления усиливается образование протеаз). Установлены резкие возрастные колебания уровня химотрипсина в крови и соответствующие изменения уровня лимфоцитов.

Исход развившихся патологических процессов зависит от степени вирулентности вируса, иммунного статуса организма животного и условий внешней среды. Если заражение животных с низким иммунным статусом произошло высоковирулентным вирусом на фоне воздействия неблагоприятных факторов внешней среды, то патологический процесс развивается интенсивно, происходят глубокие патоморфологические и функциональные изменения в организме, и животное быстро погибает. Если же заражение происходит слабовирулентным штаммом вируса КЧС или животное имеет высокий иммунный статус, нет воздействия неблагоприятных факторов внешней среды на организм, быстрой гибели животных не наступает.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Если происходит заражение высоковирулентным вирусом КЧС супоросных свиноматок, инфицируются их плоды. Вирус КЧС может вызвать внутриутробную гибель плодов, отек кожи и подкожной клетчатки, асцит, широкий спектр неправильного развития, врожденный тремор и гибель новорожденных вскоре после рождения. При заражении супоросных свиноматок слабовирулентным вирусом инфицируется, как правило, часть плодов, а остальные поросята могут рождаться свободными от ВКЧС. То есть, толерантность и длительное, даже пожизненное, вирусоносительство создается у части поросят, а остальные, после снижения колострального иммунитета, заболевают КЧС от вирусоносителей своего же помета. Это относится и к вакцинному штамму. Клинические признаки у таких животных могут полностью отсутствовать, однако они играют ведущую роль в поддержании стационарности хозяйства по КЧС. Выявление и элиминация таких поросят из стада — необходимая мера борьбы с КЧС. С учетом указанных особенностей патогенеза КЧС у свиноматок запрещена их вакцинация в период супоросности против этой болезни — их иммунизируют до случки.

Много сделано для выяснения патогенеза конгенитальной персистентной инфекции вирусом КЧС. Стадия беременности, на которой вирус достигает плода, является важным патогенетическим фактором. Данные, полученные при экспериментальном заражении вирусом КЧС супоросных свиноматок, показывают, что плод должен быть инфицирован за 65 дней до опороса, чтобы возникла персистентная инфекция. Рассмотрены несколько патогенетических путей, включая возможность того, что вирус КЧС может, инфицируя и разрушая лимфоидные клетки, индуцировать нарушения иммунологических функций, следствием чего является долговременная иммунологическая толерантность у развивающегося плода. Другой патомеханизм может заключаться в том, что вирус избегает гуморального и клеточного иммунного ответа хозяина; так как клетки, инфицированные вирусом КЧС, не содержат или содержат небольшое количество вирусного антигена на поверхности клеток и таким образом могут ускользать от иммунологической атаки иммунной системы.

Персистентно инфицированные поросята могут жить в течение нескольких месяцев и постоянно выделять вирус. Клинические признаки могут быть минимальными или полностью отсутствовать.

Иммунологическая ареактивность (толерантность) персистентно инфицированных животных носит специфический характер: такие животные дают иммунный ответ на другие антигены Однако лимфоцитопения, ослабленный синтез иммуноглобулинов, а возможно и другие иммуносупрессивные воздействия отрицательно сказываются на устойчивости персистентно инфицированных животных к оппортунистическим инфекциям бактериальной и иной природы [31, 32, 43].

В отличие от хронической форме КЧС, при персистентной КЧС-инфекции не обнаруживали ни специфических антител, ни комплексов антиген-антитело. Следовательно, пренатальные и ранние неонатальные КЧС-инфекции могут индуцировать иммунологическую толерантность.

Персистентной инфекцией считают инфекцию, длящуюся более 30 дней [69]. Персистенция вируса вызывает развитие различных клинических форм КЧС. Условно выделяют хроническую и «late onset disease» — поздние или отдаленные проявления КЧС.

У свиней, перенесших начальную-острую или подострую стадию инфекции, может развиться хроническая форма КЧС. Хроническая форма характеризуется длительными и перемежающимися периодами болезни, приводит к отставанию в росте, относительно широкая голова и маленькое туловище, прогибающаяся спина, поражение кожи, т. е «заморыши». Анорексия, лихорадка, диарея, облысение и последующие дерматиты наиболее заметные клинические признаки. Начальная острая реакция с анорексией, депрессией и лихорадкой сменяется периодом общего клинического улучшения. В этот период титр вируса в сыворотке крови невысок или вообще отсутствует, а антиген вируса сосредоточен обычно в эпителиальных клетках миндалин, слюнных желез, тонкого кишечника и почек. После наступает рецидив болезни со смертельным исходом. Свиньи с хронической КЧС могут болеть несколько месяцев,.но все они гибнут.

Позднее проявление КЧС (late onset disease) характеризуется начальным периодом с отсутствием видимых клинических признаков болезни. Симптомы начинают развиваться через несколько месяцев после заражения и состоят из легкой анорексии и депрессии, конъюнктивита, дерматита, диареи, замедления роста, нарушения двигательных функций, которые заканчиваются парезом. Температура тела может быть нормальной или повышенной. Лейкопения — постоянный симптом персистентной КЧС, но в последней стадии болезни может развиться лейкоцитоз.

Такая инфекция может быть следствием инфицирования животного слабовирулентными штаммами ВКЧС в период внутриутробного развития после которой животные выздоравливают. Уровень виремии при таких инфекциях остается высоким в течении всей жизни животного, виремия временно может снижаться после потребления антител из молозива.

У свиней, у которых не проявляется нормальный иммунный ответ после первоначального контакта с вирусом наблюдаются два феномена:

повторный контакт их с ВКЧС может привести к гиперактивности, характеризующейся более коротким инкубационным периодом и более тяжелым течением заболевания, в сравнении с первично инфицированными свиньями;

может развиваться повышенная резистентность к вирулентному ВКЧС.

Помимо клинически проявляющихся форм КЧС бывают и субклинические (бессимптомные или инаппарантные) формы инфекции [6, 69, 32, 31, 22, 46, 18, 43].

7. Экспериментальная инфекция

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

У экспериментально зараженных вирусом КЧС (ВКЧС) поросят массой 40-50 кг оценивали распределение его в плазме, моноцитах, Т- и В-лимфоцитах крови. Вирус обнаружили в плазме крови раньше, чем в любой из субпопуляций многоядерных клеток. В моноцитах, Т- и В-лимфоцнтах ВКЧС выявлен в одинаковые сроки и в аналогичных титрах. При развитии лимфопении наблюдали истощение В-клеток. Первыми инфицировались клетки крови -гранулоциты при острой форме классической чумы свиней, развившейся после экспериментального оронозального заражения. На 7-ой день после заражения вирус обнаружен в моноядерных клетках крови. Лейкоциты крови, Т-лимфоциты крови и гранулоциты высокой плотности оставались либо неинфицированными, либо их инфекционность была ниже, чем у моноядерных клеток крови. Фракция моноядерных клеток крови содержала больше вирус-инфицированных клеток по сравнению с другими фракциями лейкоцитов.

Для изучения возможности искусственно индуцированной вертикальной передачи полевого ВКЧС спаривали двух свиней, экспериментально инфицированных ВКЧС средней патогенности. Спустя 171 день было получено 3 мертворожденных и 6 мумифицированных плодов позитивных по ВКЧС (данные иммунофлуоресценции и ОТ-ПЦР). Последовательности гена Е2 штаммов, выделенных от двух из трех поросят, соответствовали штаммам, выделенным от борова, а степень соответствия Е2-последовательности штамма от третьего поросенка была выше со штаммами от борова, чем от свиноматки. Е2-последовательности штаммов от свиноматки различались до и после спаривания. После спаривания они были идентичны Е2-последовательностям штаммов от борова. Таким образом, при репродукции ВКЧС в свиньях имеет место выраженная штаммовая селекция, механизм которой требует дальнейшего исследования [43].

8. Клинические признаки и патологоанатомические изменения

Продолжительность инкубационного периода зависит от степени вирулентности вируса и чувствительности животных, длится он 3-9 дней, реже 12 (может до 21 дня). Течение может быть острое, подострое, хроническое и редко — сверхострое (молниеносное). По клиническому проявлению различают: септическую, нервную, грудную, кишечную и атипичную формы болезни.

Сверхострое течение болезни наблюдается редко и только у молодых поросят. Оно характеризуется быстрым течением, температурой тела до 41-42°С, учащенным сердцебиением и дыханием, появлением красных пятен в коже, рвотой при полном отказе от корма, быстро прогрессирующей слабостью. Клинические признаки на фоне колострального иммунитета бывают еще более сглаженными. Животное погибает через 1-2 дня.

Острое течение болезни (септическая форма) характерна для начала эпизоотии. Первый признак — повышение температуры тела до 41 — 41,9°С, постоянный тип лихорадки, как правило, на 2-3-й день отмечают отказ от корма, вялость в движениях, появляется озноб, иногда позыв к рвоте или рвота, запор, сменяющийся поносом (иногда кровавым), коньюнктивит, сопровождающийся покраснением конъюнктивы, опуханием и склеиванием век слизисто-гнойным экссудатом. Затрудненное мочеиспускание, моча может приобретать темно-коричневый цвет. Общая слабость сопровождается учащенным и затрудненным дыханием, сердечной недостаточностью, синюшностью пятачка, кожи ушей, шеи, живота.

Больные животные с трудом передвигаются, больше лежат, из ноздрей вытекают слизисто-гнойные истечения, иногда с примесью крови. Хвост раскручен, голова опущена, отмечают слабость задних конечностей, шаткую походку, сгорбленность спины, жажду. В коже внутренних поверхностей бедер, живота, шеи, у основания ушных раковин, у свиноматок вокруг сосков вымени появляются пустулы, заполненные экссудатом желтоватого цвета. Через 2-3 дня на месте пустул образуются струпья или различной величины язвы. Одновременно с пустулами или независимо от них на нежных участках кожи появляются мелкие точечные кровоизлияния, которые в дальнейшем сливаются в красные или багрово-фиолетовые пятна, не исчезающие при надавливании, иногда вся кожа принимает красный цвет. При предубойном осмотре свиней мелкие кровоизлияния иногда бывают не заметны, но резко выступают после ошпаривания и очистки туши.

Супоросные свиньи абортируют.

В начале болезни отмечают лейкоцитоз до 35-45 тыс. в 1 мкл, с пятого дня лейкоцитоз сменяется лейкопенией до 2 тыс. лейкоцитов в 1 мкл крови. В лейкограмме выявляется сдвиг ядра влево до юных и миелоцитов, отмечается эозинофилия.

Перед смертью температура тела у животных снижается до 35-36°С. Погибают животные на 7-10 день. Летальность 80 — 100%.

Нервная форма относиться к молниеносному и острому течению. У свиней отмечают некоординированные, манежные движения, дрожание и параличи задних конечностей, судороги. Температура тела может повышаться до 40,5-41,5°С или быть в пределах нормы. Могут возникать внезапные эпилептические припадки, сменяющиеся длительным угнетением, апатией и сонливостью. Животные погибают при явлениях эпилепсии или коматозного состояния в течение 24-48 часов. Но не редко болезнь переходит в подострое течение и затягивается до 3 недель.

При подостром течении редко отмечается выздоровление. Температура тела при подостром течении несколько ниже, чем при остром.

При затяжном течении наблюдается осложнение КЧС вторичными бактериальными инфекциями: сальмонеллез, пастереллез.

Подострое течение (осложненное пастереллезом) КЧС длится 2-3 недели, поражения локализуются в органах дыхания (легочная форма). У животных наблюдают затрудненное дыхание (свиньи принимают позу «сидячей собаки»), кашель, иногда удушье, признаки бронхопневмонии, слизисто-гнойные истечения из носа. Лихорадка постоянного типа, температура тела выше 40°С. Болезнь чаще всего кончается гибелью животного.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

При хроническом течении (осложнение сальмонеллезом) поражения локализуются в органах пищеварения (кишечная форма). Отмечают фолликулярно-язвенный или диффузно-дифтеритический колит и тифлит, который проявляется запорами, сменяющимися поносами, извращенным аппетитом, перемежающей лихорадкой. Свиньи худеют, больше лежат, передвигаются с трудом. В большинстве случаев болезнь заканчивается гибелью животного. При благополучном исходе аппетит улучшается, прекращается понос, животные становятся подвижными. Выздоровевшие свиньи на длительный срок остаются вирусоносителями.

Нередко наблюдают осложнение чумы одновременно сальмонеллезом и пастереллезом (смешанная форма). Наблюдается симптомокомплекс характерный для грудной и кишечной формы — животные быстро гибнут.

Хроническое течение характеризуется продолжительным течением болезни (до 2-х месяцев и более), тяжелым крупозно-дифтероидным поражением ЖКТ, гнойно-фибринозным воспалением легких и плевритом. У больных животных аппетит понижен или отсутствует, наблюдается конъюнктивит, понос, иногда сменяющийся запором, анемия и прогрессирующее исхудание; поросята становятся заморышами (постнатальная гипотрофия). Голова и хвост у них опущены книзу, спина изогнута, заостренный зад отвисает, задние конечности подогнуты под живот. Животные больше лежат, зарывшись в подстилку. Температура тела повышена, но нередко повышение температуры отсутствует. Часто отмечают сморщивание кожи покрытой экзематозными струпьями, некрозы кончиков ушей и хвоста. Животные полностью не выздоравливают и остаются вирусоносителями. Летальность составляет 30-60 %.

Характерной особенностью КЧС в последние десятилетия в Европе является именно хроническое течение болезни, а у свиноматок нарушается функция воспроизводства (бесплодие, аборты, мертворождаемость).

Атипичная форма болезни встречается чаще у сосунов и отъемышей, имеющих колостральный иммунитет или зараженных слабовирулентным штаммом вируса серогруппы С. Для нее характерно подострое и хроническое течение продолжительностью 2-3 недели и более. В первые 7-10 дней болезнь проявляется анорексией, коньюнктивитом, отсутствием или незначительным повышением температуры тела без сильно выраженного нарушения общего состояния. Одни животные полностью выздоравливают, у других болезнь осложняется вторичными бактериальными инфекциями, приводящими к появлению массовых пневмоний и энтероколитов, которые приводят к гибели животных или превращению их в заморышей.

Способствует появлению этих форм, размножение вирулентных штаммов в недостаточно иммунном организме, в частности, у привитых инактивированными вакцинами. Мертворождаемость, отставание в росте свидетельствуют о заражении плодов через плаценту. Конгенитальная передача вируса может сопровождаться персистентной виремией в течение всей жизни животных или очень длительного периода. В первые недели жизни у поросят, родившихся с персистентной виремией, не находят никаких видимых признаков болезни, но такие животные выделяют вирус заражая других. В одном помете могут быть поросята инфицированные и неинфицированные и клинически невозможно отличить поросят, имеющих вирус в крови, от здоровых животных. Только через некоторое время наблюдали хроническое течение болезни, отставание в росте, описан врожденный тремор мышц, связанный с хроническим течением КЧС. Гибель наступает в возрасте 3-8 недель.

Патологоанатомическне изменения при КЧС очень вариабельны и зависят от формы, течения болезни и наличия осложнений секундарной инфекцией (сальмонеллез, пастереллез и др.) Наиболее типичные патологоанатомическне изменения встречаются у подсвинков и взрослых животных. Острая (септическая) форма чумы протекает обычно без осложнения вторичной инфекцией. При вскрытии трупов таких свиней отмечают обычно их хорошую упитанность. На краях век и в углах глаз образуются коричневые корочки. Конъюнктива, слизистые оболочки носа и рта анемичны. Кожа ушей, шеи, живота, внутренней стороны бедер пятнисто или диффузно окрашены в багрово-красный цвет, видны точечно-пятнистые кровоизлияния. Отмечается выраженный геморрагический диатез в различных органах. Наиболее характерные изменения в лимфоузлах, селезенке костном мозге, тимусе и почках. Лимфоузлы подчелюстные, заглоточные, шейные, средостенные, бронхиальные, желудочные, селезеночные, печеночные, околопочечные, брыжеечные и прямой кишки, (преимущественно головы и шеи) — увеличены в 2-3 раза, сочные, вишнево-красного цвета снаружи, имеют мраморный вида на разрезе. Селезенка обычных размеров или несколько уменьшена, пульпа темно-красная, рыхлая, ножом не соскабливается, часто (в 40-50% случаев) с инфарктами по краю органа. Они имеют вид плотных черно-красных (на разрезе центр серо-желтого цвета) припухлостей возвышающихся над поверхностью органа клиновидной или неправильной зубчатой формы. Тимус уменьшен в размере, атрофирован. Почки, печень, миокард анемичные, в состоянии зернистой дистрофии. Почки обычно бледные, с многочисленными точечными кровоизлияниями в корковом слое и слизистой лоханок. Геморрагии встречаются также в слизистых оболочках мочеточников и мочевого пузыря, гортани и надгортанника, желудка, тонкого и толстого кишечников, в серозных оболочках (плевре, брюшине, эпикарде).

В ребрах на границе костной и хрящевой частей выявляются характерные макроскопические изменения эпифизарной линии: изломанность, утолщение, помутнение, кровоизлияния под ней.

В желудке, тонком и толстом кишечнике обнаруживают острое катаральное воспаление слизистых оболочек, точечные и пятнистые кровоизлияния в них, гиперплазию и некрозы пейеровых бляшек и солитарных фолликулов. Реже обнаруживают геморрагический или крупозно-геморрагический гастроэнтерит.

При чуме, осложненной пастереллезом, кроме изменений, присущих септической форме наблюдают также крупозно-геморрагическую пневмонию, множественные некрозы окруженные демаркационной зоной серого или красного цвета, серозно-геморрагический или фибринозный плеврит и перикардит. Пневмония имеет лобарный характер, локализуется в задних и реже средних и передних долях легких. Для нее характерно обилие в экссудате эритроцитов (геморрагический акцент), некрозы паренхимы легких, серозный или геморрагический отек интерстиция. Интерстициальная ткань утолщена и выступает в виде светлых или красных тяжей, в которых видны расширенные лимфатические сосуды.

При чуме, осложненной сальмонеллезом, болезнь протекает преимущественно хронически и характеризуется язвенно-некротическими процессами в пищеварительном тракте (глотке, миндалинах, желудке и кишечнике). Наиболее часто поражаются слепая и ободочная кишки, там находят дифтерические «бутоны» и язвы, реже диффузное дифтерическое воспаление. При диффузно-дифтеритическом воспалении слизистая оболочка толстого кишечника шероховата, изрыта бороздами, с поверхности покрыта мертвыми массами, напоминающими отрубевидный налет. Реже аналогичное дифтеритическое воспаление обнаруживают в тонком кишечнике, желудке и даже в миндалинах.

Отмечают экзему и некрозы кожи, очаги бронхопневмонии, фибринозный плеврит и перикардит, а также характерные для острой чумы изменения в лимфоидных органах и почках.

Одновременно с КЧС может протекать также отечная болезнь поросят [17].

Гистологические изменения при КЧС неспецифические. Большая часть процессов, на которых может базироваться гистологическая диагностика, легко распознается на вскрытии (геморрагический лимфаденит, инфаркты селезенки и др.) Диагностическую ценность представляют изменения кровеносных сосудов, в основном в легких, с которыми связано формирование ряда характерных для чумы патологических процессов в различных органах (лимфоузлах, селезенке, почках, ЦНС и др.). В лимфоузлах устанавливают полнокровие сосудов, гомогенизацию, фибриноидное набухание и некроз стенок сосудов, микронекрозы лимфоцитов, очаговые скопления плазмоцитов, чаще по ходу сосудов. В селезенке, в зоне инфаркта, отмечают некроз ткани, а вне зоны — кровоизлияния, очаги кариорексиса лимфоцитов и небольшие группы незрелых клеток лимфоидного ряда. В почках зернистая дистрофия и некроз канальцевого эпителия, гломерулонефрит и кровоизлияния в виде петехий и экхимозов во всех слоях, а также в слизистую лоханки мочевого пузыря. В большинстве случаев (70-90%) в головном и спинном мозге обнаруживают негнойный лимфоцитарный энцефаломиелит с периваскулярными лимфоцитарными инфильтратами, очаговой пролиферацией клеток микроглии (глиальных узелков) и дистрофией ганглиозных клеток [22, 24, 30, 31, 32, 36, 43].

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

Патоморфологические изменения при различных формах КЧС представляют в виде следующих патологоанатомических диагнозов:

Патологоанатомический диагноз септической формы:

. Геморрагический диатез.

. Геморрагический лимфаденит.

. Инфаркты в селезенке.

. Зернистая дистрофия печени, почек, миокарда.

. Острый катаральный или крупозно-геморрагический гастроэнтерит.

. Катарально-гнойный коньюнктивит.

. Общая анемия.

. Гисто: негнойный лимфоцитарный энцефаломиелит (во всех отделах) головного и спинного мозга.

КЧС, осложненная сальмонеллезом:

. Слоистые пуговчатые струпья на слизистой оболочке толстого кишечника (очаговый дифтеритический колит, чумные бутоны).

. Фолликулярно-язвенный колит и тифлит.

. Диффузный дифтеритический (некротический) колит и тифлит.

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

. Хроническая катаральная бронхопневмония.

. Серозно-фибринозный плеврит и перикардит.

. Оспоподобная корочковая сыпь в коже.

. Истощение и общая анемия.

КЧС, осложненная пастереллезом:

. Крупозная, крупозно-геморрагическая пневмония.

. Серозно-фибринозный плеврит и перикардит.

. Все процессы, характерные для септической формы [31].

9. Диагностика

Диагноз на КЧС ставят на основании эпизоотологических данных, клинических признаков, патологоанатомических изменений с обязательным подтверждением лабораторными исследованиями, а в сложных случаях — ставят биопробу на животных.

Из эпизоотологических данных при КЧС учитывают восприимчивость к этой болезни всех возрастных групп cвиней, пород и линий независимо от времени года. Обращают внимание на возможный завоз в хозяйство вирусоносителей или необезвреженных боенских отходов, высокую заболеваемость (90-100%) и летальность (80-100%) свиней. Устанавливают благополучие хозяйства по КЧС в прошлом, полноту и эффективность проводимых мероприятий по профилактике КЧС. При этом анализируют схему специфической профилактики КЧС и других инфекционных болезней этого вида животных в хозяйстве, продолжительность и условия хранения используемой вакцины, уровень иммунного статуса вакцинированных свиней, условия их содержания и кормления, другие вопросы, касающиеся общей и специфической профилактики заболевания. Учитывают заболеваемость и падеж диких и принадлежащих населению свиней, с клиническим проявлением и патологоанатомическими изменениями, характерными для этого заболевания.

При постановке клинического диагноза нужно учитывать, что болезнь может вызываться различными серовариантами вируса КЧС: А, В и С.

Из клинических признаков при острой форме КЧС наиболее характерными являются: лихорадка постоянного типа, резкое угнетение, отказ от корма, шаткая походка, конъюнктивит, геморрагический синдром (точечные или пятнистые кровоизлияния в коже, в области спины, живота, шеи, бедер, груди, ушей). Имеет место быстрое распространение заболевания среди поголовья разного возраста при высоком уровне смертности (до 100%) через 1-2 недели после проявления клинических симптомов.

В отличие от острой формы чумы свиней практически невозможно поставить клинический диагноз в случаях подострой, хронической или поздно установившейся формы чумы свиней из-за сильной изменчивости клинических и патологоанатомических признаков. Подострое и хроническое течение характеризуется менее выраженными клиническими признаками, чем при остром течении, появлением симптомов поражения органов пищеварения или дыхания и лихорадки ремитирующего типа.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Наиболее характерным гематологическим изменением при КЧС является лейкопения, а также отсутствие лечебного эффекта при использовании антибиотиков.

Для септической формы (острое течение) при постановке патологоанатомического диагноза характерными патологоанатомическими признаками являются: геморрагический диатез, геморрагический лимфаденит с мраморным рисунком поверхности их разреза, инфаркты в селезенке, зернистая дистрофия печени, почек, миокарда, острый катаральный или крупозно-геморрагический гастроэнтерит, катарально-гнойный конъюнктивит и общая анемия. При гистоисследовании головного и спинного мозга обнаруживают во всех его отделах негнойный лимфоцитарный энцефаломиелит.

При осложнении КЧС пастереллезом и гемофилезной плевропневмонией (подострое течение) обнаруживают крупозную или крупозно-геморрагическую пневмонию, фибринозный плеврит и перикардит, а при чуме, осложненной сальмонеллезом (хроническое течение) — очаговое дифтеритическое воспаление солитарных фолликулов ободочной и слепой кишок с образованием круглых пуговчатых струпьев (чумные бутоны).

При возникновении подозрения на чуму предварительный диагноз должен быть подтвержден соответствующими результатами лабораторной диагностики, включающей вирусологические исследования — выделение и идентификацию возбудителя методами:

иммунофлюоресценции — исследуют мазки-отпечатки миндалин и других органов павших и убитых животных, а также криосрезы тканей. МФА отличается относительной специфичностью и быстротой выполнения. Однако во избежание неточностей при использовании этого метода следует иметь в виду, что иммунофлюоресцирующая специфическая сыворотка должна иметь высокие титры антител, она должна быть моновалентной, полученной от свиней, не обработанных другими антигенами; патматериал для исследования должен быть отобран не позже 2-3 ч. после смерти животного, фиксирован в ацетоне или замораживанием и сразу же отправлен на исследование.

Существенным недостатком метода иммунофлюоресценции является то, что вакцинный вирус сохраняется в организме иммунизированных свиней до 15 дней после вакцинации и методом флюоресцентного анализа не дифференцируется от полевого вируса. В организме же толерантных поросят, полученных от вакцинированных супоросных свиноматок (особенно в 10-кратной дозе), вакцинный штамм может персистировать в течение всей жизни животных.

полимеразной цепной реакции — предназначена для обнаружения вируса классической чумы свиней. В основе метода лежит многократное повторение циклов денатурации ДНК (после получения из вирусной РНК фрагментов ДНК) в исследуемой пробе при температуре плюс 94ºС, гибридизации (отжига) с исследуемой ДНК специфических олигонуклеотидных затравок (праймеров) при температуре плюс 60°С и синтез с них комплементарных цепей ДНК с помощью термостабильной ДНК полимеразы при температуре плюс 72°С. С помощью данной тест-системы вирус КЧС может быть обнаружен в инфицированных культурах клеток и патматериале от больных и павших животных (кровь, селезенка, сердце, печень) в течение от 8 до 24 часов.

Относительно эффективным при выявлении вируса классической чумы свиней является также метод иммуноферментного анализа и цитохимический вариант иммуноферментного анализа (ЦВИА).

Для обнаружения вируса КЧС в патологическом материале могут использоваться РНГА, РДП, иммуноэлектроосмофорез (ИЭОФ) и другие.

Серо — и ретроспективная диагностика КЧС в последние годы базируется на использовании преимущественно трех серологических реакций: реакция нейтрализации флюоресцирующих микробляшек (РНФБ); реакции непрямой ИФ и непрямой вариант твердофазного ИФА.

Выделение вируса из патматериала производится заражением культуры клеток ПК-15 (перевиваемая линия клеток почки поросенка). Вирулентные штаммы ВКЧС в этой культуре активно репродуцируются при плюс 39-40°С, образуя большие флюоресцирующие участки клеток. Вакцинные штаммы в культуре ПК-15 размножаются медленно при плюс 33-34°С, образуя небольшие флюоресцирующие участки клеток.

Идентификация вируса КЧС проводится методами МФА, ИФА, ПЦР или нейтрализации флюоресцирующих микробляшек. Последний метод используется также для дифференциации эпизоотических и вакцинных штаммов вируса. Срок исследований — 15 дней.

В лабораторию для исследований следует направлять кусочки селе- зенки, миндалин, заглоточных, подчелюстных и брыжеечных лимфоузлов почек, легких, пробы крови и костного мозга из грудной кости, отобранные в первые 2 часа после гибели или убоя больных животных. Материал отбирают в стерильную посуду и доставляют в термосе со льдом. От новорожденных поросят (до приема молозива) берут кровь (1-2 мл) помещают в пенициллиновые флаконы, которые хранят и транспортируют для исследования в замороженном виде. Если пробы крови берут от нескольких безмолозивных поросят, то они должны быть из разных пометов. Материал для исследования направляют с сопроводительным письмом, в котором указывают эпизоотическое состояние хозяйства, отмеченные симптомы болезни, патологоанатомические изменения.

Для гистоисследования в лабораторию посылают кусочки полушарий головного мозга, продолговатого мозга, четверохолмия, спинного мозга. Кусочки указанных органов (1-2 х 1 х 1 см) помещают в стеклянные банки с 10%-ным водным раствором формалина. Объем консерванта берут в 10 раз больше, чем объем взятого патматериала.

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

Данная схема лабораторных исследований на КЧС принята во всех европейских странах.

В настоящее время диагностикумы готовятся на основе моноклональных антител, что позволяет дифференцировать не только эпизоотические и вакцинные штаммы вируса, но и близкородственные пестивирусы.

На основании изучения эпитопного профиля 18 штаммов ВКЧС с использованием МАт к трем пестивирусам (ВКЧС, BflKFC и ПЮ) был выявлен у 4 штаммов нетипичный для ВКЧС профиль и высказана гипотеза, что свиньи чувствительны не только к пестивирусам КРС и овец, но и другим вирусам чумы, хозяин которых еще не установлен [63].

С помощью вируснейтрализующих МАт было установлено, что ответственным за индукцию протективного иммунного ответа против КЧС является оболочечный гликопротеин gp55 [70, 71]. С ним же связана и нейтрализация инфекционности вируса антителами.

В отдельных случаях прибегают к постановке биопробы, которая является относительно не дорогим, но исключительно достоверным методом диагностики.

В каждом отдельном случае на проведение биопробы необходимо иметь разрешение Главного управления ветеринарии Республики Беларусь. Биопроба должна проводиться под методическим руководством Республиканской ветеринарной лаборатории в условиях, исключающих возможность рассеивания возбудителя. Подтверждение диагноза биопробой можно получить лишь через 30 суток и более, после установления сероконверсии у переболевших поросят [25].

В отдельных случаях биологическая проба при диагностике КЧС является решающей. Однако условий для ее постановки в Республике Беларусь нет из-за отсутствия свиней неиммунных к классической чуме.

Диагноз на КЧС следует считать установленным при выделении вируса из патологического материала в культуре клеток и его идентификации или положительной биопробе.

При диагностике КЧС во всех сомнительных случаях надо исключить (или подтвердить) такие болезни как африканская чума свиней, рожа, сальмонеллез, пастереллез, листериоз, болезнь Ауески, ТГС, болезнь Тешена, дизентерию, отравления протекающие с признаками геморрагического диатеза.

Лечение неэффективно, больных КЧС свиней немедленно убивают. В случае выздоровления больные КЧС свиньи остаются вирусоносителями в течение 1 года и более [32, 31, 22, 46, 7, 50, 51, 52, 8,48, 9, 42, 15, 58, 53, 23, 30, 25, 35, 33, 10, 34].

10. Иммунитет и специфическая профилактика

10.1 Живые вакцины

Иммунитет при КЧС обусловлен ВНА. Из-за отсутствия экспрессии вирусспецифических белков на поверхности клеток иммунные реакции, направленные на цитолиз инфицированных клеток, не «работают». Однако формирование резистентности к заражению вакцинированных свиней происходит до выявления ВНА. Лейкоциты и лимфоциты иммунизированных свиней способны лизировать аутогенные инфицированные ВКЧС клетки (лейкоциты). Однако эти же клетки либо вовсе не вызывают цитолиз незараженных лейкоцитов, либо лизируют их в меньшей степени. Возможно, что наряду с нейтрализацией ВКЧС AT важную роль играют иммунологические реакции, опосредуемые клетками, в частности ЕК (естественные киллеры) и ЦТЛ (цитотоксические лимфоциты).

Однако при анализе методом проточной цитометрии с использованием специфических моноклональных антител линии лейкоцитов свиней, инфицированных штаммами Вашингтон и Селлпест ВКЧС типичные симптомы болезни развивались у животных, зараженных штаммами Вашингтон и Альфорт. Они сопровождались значительной лейкопенией и слабой краткосрочной активностью В-клеток, отмечена также слабая стимуляция популяции Т-клеток. У животных, инфицированных аттенуированным штаммом Селлпест, наблюдали активацию иммунного ответа.

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

Впервые о возможности иммунизации свиней против КЧС сообщил Дорсет в 1904 г. В результате опытов по симультанным прививкам (одновременное применение сыворотки содержащей НАТ к ВКЧС и заражение кровью больных свиней) было доказано, что этим способом можно вызвать у свиней прочный и продолжительный иммунитет. В 1931 году этот метод был введен в ветеринарную практику. Однако после такой иммунизации иногда регистрировались осложнения, систематические прививки могли создавать стационарные очаги КЧС.

Новая эра в специфической профилактике КЧС (начиная с 50-х годов) связана с получением аттенуированных вакцинных штаммов: Ровак и Гудзон, которые были оставлены по причине высокой реактогенности — вызывали гибель части привитых животных (до 30%) и нарушение эмбрионального развития, а также китайского лапинизированного (адаптированного к организму кроликов) «С» синонимы («К», LC, LPC), и двух культуральных — японского (GPE) и французского (Tiverval). При усовершенствовании технологии изготовления живой вакцины из китайского штамма С последний адаптировали к размножению в различных культурах клеток. Используя этот штамм, был приготовлен ряд культуральных вакцин, которые занимают первое место в арсенале средств специфической профилактики против КЧС. Это ВГНКИ, ЛК-ВННИВВиМ; АСВ-лапинизированная (Россия); Suvac (Венгрия); Cellpest (Польша); Pestiffa (Merial, Франция);TVM (Чехия); Egermann (Reims, Германия); Norden; Мinnesota Anchor; Colvasan Sanocon Portcivac (Мексика); «Челвак»; Сidepest; gpE; PAV-250; МРК-LC и др [32, 31, 47, 24, 44, 45, 57].

Сухая лапинизированная вирусвакцина (АСВ) из штамма «К» против чумы свиней представляет собой высушенную вирусосодержащую ткань селезенки, лимфоузлов и дефибринированную кровь кроликов, зараженных лапинизированным вирусом чумы свиней штамма «К». Сухие культуральные вакцины отличаются от вирусвакцины АСВ более высоким содержанием вакцинного вируса: ВГНКИ — примерно в 10 раз, ЛК-ВНИИВВиМ — в 10-100 раз.

Сухая культуральная вирусвакцина ВГНКИ представляет собой культуральный штамм «К» вируса КЧС, выращенный в первичной культуре клеток почки плода свиньи (ППС) лиофильновысушенный.

Сухая культуральная вирусвакцина ЛК-ВННИВВиМ против КЧС получена на основе шт. К ВКЧС, выращенного в культуре клеток тестикул ягнят и лиофильно высушенного. Препарат обладает высокой иммуногенностью и полностью лишен вирусных контаминантов, патогенных для свиней. Вакцина не уступает по активности лучшим мировым аналогам — вирусвакцине GPE (Япония) и Phiverval (Франция), но и превосходит их по универсальности применения и потенциальной безвредности. Все характеристики вирусвакцины ЛК-ВНИИВВиМ соответствуют требованиям Европейской фармакопеи и общепризнанным мировым стандартам. С помощью живой вирусвакцины ЛК-ВНИИВВиМ можно создавать специфическую защиту от заболевания и гибели 100% вакцинированных свиней уже через 48 ч после однократного внутримышечного введения ее в дозе 6,0 lg ИмД₅₀/гол.

Штамм К обладает слабой реактогенностью для свиней всех возрастов, включая новорожденных поросят и супоросных свиноматок, он не передается неиммунным животным и при совместном содержании с иммунными, и не реверсирует при пассировании на свиньях (6-12 до 30 пассажей). Шт. К может проникать через плацентарный барьер, однако, он не приводит к аномалиям развития плода [31, 32]. Он также не персистирует у привитых свиней, а после экспериментального заражения последних вирулентный вирус не выделяется из организма вакцинированных животных. После однократной прививки свиней старше 3-месячного возраста иммунитет наступает через 3-5 дней.

В 1994 году во ВНИИВВиМ получен методом селекции вакцинный штамм «ЛК-К» из штамма «ЛК» — ВНИИВВиМ. Этот штамм обладает способностью репродуцироваться как в первичных, так и перевиваемых культурах клеток, накапливаться в высоких титрах. Он очень иммуногенен, вызывает 100%-ную иммунную защиту. Фенотипически шт. ЛК-КС отличался от шт. С отсутствием вызывать гипертермическую реакцию у кроликов при внутривенном введении [47]. Вакцину применяют двукратно внутримышечно по 2,0 мл с интервалом 10-14 дней. Противопоказаний к применению вакцины нет. Свиноматок вакцинируют в любые сроки супоросности, но не позднее, чем за три недели до опороса. Иммунитет наступает через 30 дней после первой вакцинации и сохраняется в течение 6 месяцев.

НПО «Нарвак» выпускает сухую культуральную вирусвакцину «КС» против КЧС, которая применяется в отдельных свиноводческих хозяйствах Республики Беларусь. Эта живая лиофилизированная вакцина из клонированного шт. ЛК. Вирус выращивается в роллерной культуре клеток ТЯ. Вакцина «КС» отличается от аналогичных живых вакцин против КЧС («ЛК-ВНИИВВиМ», «С», «GP» и др.) более высокой концентрацией вакцинного вируса (10^6,5-10^7,5 ТЦД₅₀/мл) или (<8,0 lg ИмД₅₀/мл), получаемого при его репродукции in vitro, и в способе ее применения. В основе применения препарата, в неблагополучных по КЧС хозяйствах, лежит гипервакцинация, при которой вакцина «КС» вводится свиноматкам (можно супоросным) и хрякам в дозе 500000-1000000 ИмД₅₀, а поросятам (можно новорожденным) — 200000 ИмД₅₀по схеме: свиноматкам — за две недели до случки и за 20-30 дней до опороса; поросятам на 10-15-й и 90-100-й дни жизни; хрякам 2 раза в год. Вакцина неревертабельна (неверсибельна), нереактогенна и безопасна для свиней любого возраста, не передается горизонтально, быстро создает продолжительный напряженный иммунитет (не менее 2 лет) у иммунокомпетентных свиней.

В двух хозяйствах (25000 свиней), где гипервакцинация длилась 10-12 месяцев, КЧС была полностью ликвидирована, в дальнейшем перешли на профилактические прививки свиней вакциной ЛК-ВНИИВВиМ согласно наставлению (1000 ИмД₅₀). Спустя два года оба хозяйства оставались благополучными по КЧС [48, 47, 43].

Вакцина Сidepest получена из штамма С адаптированного к культуре клеток почки свиньи линия SK-6. Рекомендуемая доза для практического применения — 400-600 ТКИД₅₀. У 6-8 недельных серонегативных поросят прочный иммунитет наступал на 7-й день и длился более 6 месяцев (срок наблюдения). Титр ВНА у них через 6, 12, и 26 недель после вакцинации был 1:16-1:256, который защищал всех привитых животных от заболевания и гибели после заражения вирулентным вирусом, однако через две недели после заражения титр ВНА увеличивался (1:200-1:1000), что свидетельствовало об ограниченном размножении вирулентного вируса в вакцинированном организме, клинически устойчивом к экспериментальному заражению.

Вакцину Pestiffa производит фирма «Мериал» используя для размножения вакцинного вируса линию клеток почки ягнят (IR04). При интраназальном заражении привитых свиней (шт. С, вакцина Pestiffa) в дозе 100 ИД₅₀ свиньи с титром ВНА 1:12,5-<1:50 проявляли все признаки инфицирования, кроме гибели. При титре 1:50-1:300 вирус размножался (бустерный эффект), но не выделялся и не распространялся горизонтально, что представляет интерес с эпизоотологической точки зрения.

Японский вакцинный штамм GPE получили пассированием слабовирулентного штамма ALD в разных клеточных культурах при 30ºС. Вакцинный шт. GPE в отличие от исходного вирулентного хорошо размножался в культуре клеток морской свинки (G-маркер) при 30ºС и плохо при 40ºС (Т-маркер). GPE — вакцина на основе этого штамма стимулирует выработку ВНА у молодняка в титре 1:32-1:256 [47].

Штамм Tiverval получили из вирулентного штамма Альфорт после более чем 170 серийных пассажей в КК при 29-30ºС, и его идентифицируют по нескольким маркерам in vitro.

В Болгарии получена лиофилизированная живая бивалентная вакцина против КЧС и болезни Ауески. Препарат оказался безвредным для поросят и овец, стимулирует стойкий иммунитет к обеим инфекциям.

Существуют рекомбинантные вакцины, полученные на основе вирусов осповакцины и псевдобешенства, но до настоящего времени применение их ограничено.

В настоящее время для повышения иммунного ответа широкое применение получили иммуностимуляторы, которые усиливают иммунный ответ и в ряде случаев снижают реактогенность, способствуя тем самым развитию более напряженного иммунитета. Установлено, что иммунизация свиней против КЧС совместно с натрием тиосульфатом значительно активизирует иммуноморфогенез у животных, что проявляется увеличением в периферических органах иммунной системы в 1,5-2,5 раза количества плазматических клеток и в 1,5 раза специфических антител в сыворотке крови. Титры специфических АТ у всех вакцинированных с натрием тиосульфатом животных достигали максимума через 3 месяца после вакцинации (80±10,13), против 56±8,67 у животных иммунизированных без него [14].

В ВНИИВВиМ разработаны: порошковидная вакцина для энтерального применения из штамма «ЛК-К», предназначенная для вакцинации диких и домашних свиней с активностью 3,0-3,8 lg БОЕ_50/0,1мл; сухая культуральная вирусвакцина против КЧС из штамма «ЛК-К» для аэрозольной вакцинации.

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

При скармливании диким кабанам (1300 голов) смеси, состоящей из 2 кг зерна и 18 г вакцины в расчете на одно животное дважды с интервалом в 3 дня, через месяц у исследованных животных наступал напряженный иммунитет у 69%, а через 3 месяца у 80-90% с титром ВНА 1:8, который сохранялся на удовлетворительном уровне не менее 3 месяцев, т. о. по эффективности пероральный метод не уступал парентеральному.

Групповые методы иммунизации — аэрозольный и пероральный, имеют ряд преимуществ перед внутримышечным: высокая производительность труда, физиологический путь введения, низкая реактогенность вакцин, быстрота наступления иммунитета. Недостатком этих методов является большой расход вакцин и поэтому в последние годы они используются очень редко.

В ВНИИВВиМ разработан и испытан с положительным эффектом способ пероральной вакцинации новорожденных поросят против КЧС.

В виду того, что поросята рождаются от иммунной свиноматки абсолютно интактными, практически стерильными и иммунологически компетентными так как ни один класс AT, циркулирующих в организме свиноматки, не передается плоду в силу строения плаценты (синдесмохориальный), обязательным условием является вакцинация тотчас после рождения до контакта с инфицированной средой и до одного приема молозива. Поросят допускают к соскам матки не ранее, чем через 30 мин после вакцинации последнего поросенка. Вакцинировать подсосных поросят, уже получивших молозиво иммунных свиноматок, не имеет смысла, так как при наличии колостральных AT поствакцинальный иммунитет у поросят не формируется. Вынужденная вакцинация поросят отъемного возраста чревата риском провокации инфекции, так как нейтрализуя остатки материнских AT, вакцина лишает поросят возможности защищаться в инфицированной среде. Следовательно, вакцинировать поросят до отъема еще рано, а после отъема уже поздно. При пероральном введении вакцинный вирус проникает в организм через естественные ворота инфекции, где организм биологически подготовлен к встрече с агентом, благодаря мощным лимфоидным образованиям глоточного кольца, которые сразу же запускают иммунный процесс. Кроме того, вакцинный вирус, блокируя чувствительные рецепторы, подчиняя метаболизм клетки и ее энергетический потенциал регулирующему влиянию генома вакцинного вируса, лишает полевой вирус обязательных условий, необходимых для проникновения и репродукции. Срабатывает механизм упреждения. Таким образом, ни последующее инфицирование поросят полевым вирусом, ни массированное поступление с молозивом AT, не способны прервать или повлиять на формирование полноценного (с секреторным компонентом) иммунитета против КЧС. Установлено, что однократной пероральной вакцинации новорожденных поросят живой вирусвакциной (ЛК-ВНИИВВиМ) достаточно, чтобы защитить их от заболевания в течение всего технологического цикла выращивания вплоть до сдачи на мясокомбинат.

Сотрудниками ВНИИВВиМ был выделен полевой изолят ВКЧС №187Л, обладающий низкой вирулентностью для 3-4-месячных поросят, но идентичный шт. Ши-Мынь.

Длительный эпизоотологический мониторинг позволил выявить причинно-следственную связь между вакцинацией против КЧС и возникновением отечной болезни поросят (ОБП). Оказалось, что ОБП может появляться как осложнение после воздействия на поросят не только вирулентного но и аттенуированного ВКЧС. При этом исход смешанного течения вакцинно-инфекционных процессов заканчивается лидерством ОБП и гибелью от нее части свиней [17].

Профилактическое применение живых вакцин против КЧС не допускает каких-либо отклонений от требований наставлений так как это может привести к серьезным последствиям — гибели молодняка, понижению напряженности иммунитета и др. Наиболее распространенными нарушениями в применении вакцин против КЧС является невыполнение требований инструкции (по профилактике и ликвидации КЧС) о исключении из цикла воспроизводства в неблагополучных по КЧС хозяйствах иммунизированных свиноматок после осеменения и в период беременности в 10-кратной дозе. Таким образом возникает необходимость поросят от таких свиноматок вакцинировать тоже в 10-кратной дозе, а так же не соблюдение обязательного временного разрыва между вакцинацией против КЧС и применением других биологических препаратов и лекарственных средств. Это вызывает неудовлетворительный физиологический статус привитых животных.

Эффективность вакцинации при КЧС во многом зависит от схемы иммунизации супоросных свиноматок, поросят различных возрастных групп и их ревакцинации. Схемы вакцинации разрабатывают с учетом иммунологического статуса вакцинированных свиней и эпизоотической ситуации. В Республике Беларусь предписана следующая схема вакцинации: с целью передачи потомству материнского иммунитета свиноматок рекомендуют вакцинировать за 10-14 дней до случки однократной дозой, а полученных от них поросят — на 30-45-й день жизни и ревакцинировать их в 85-100-дневном возрасте в той же дозе. Другие вакцины разрешается применять с интервалом не менее 14 дней до и после вакцинации против КЧС.

В хозяйствах, неблагополучных и угрожаемых по классической чуме свиней: — свиноматок — за 10-14 дней до случки в однократной дозе. Поросят подвергать вакцинации в 10-15-дневном возрасте первично 10-кратной дозой вакцины, а повторно- в 35-40-дневном возрасте однократной дозой и ревакцинировать их в 85-100-дневном возрасте в той же дозе вакцины. Другие вакцины разрешается применять с интервалом не менее 14 дней до и после вакцинации против КЧС [31, 40, 43].

Главным недостатком перечисленных выше живых вакцин является невозможность идентификации ВНА индуцированных вакцинными и полевыми штаммами ВКЧС. Эту проблему решает создание маркированных вакцин.

10.2 Маркированные вакцины

Новое направление в специфической профилактике КЧС — развитие маркированных вакцин, позволяющих дифференцировать инфицированных и вакцинированных свиней. В маркированной вакцине специфический вирусный компонент содержит, по крайней мере, на один антигенный белок или эпитоп меньше, чем полевой вирус. Компонентная маркированная вакцина содержит гликопротеин Е2 вируса КЧС, который экскретируется клетками насекомых, инфицированными рекомбинантным Е2-бакуловирусом. Бакуловирус инактивировали, а белок Е2 смешивали с водно-маслянным адъювантом. Эффективность вакцины зависела от количества белка Е2. Вакцинированных инфицированных и свиней различали при помощи ИФА, выявляющего антитела к Е^r ⁿ ^s белку. Однократная прививка животных дозой вакцины в 32 мкг (по другим источникам 20 мкг) Е2 в виде двойной водно-масляной эмульсии предохраняла поросят от клинического проявления болезни и гибели после контрольного заражения их через 3 недели после вакцинации. Вакцина была стабильной в течение, по крайней мере, 18 месяцев, полностью сохраняя свою иммуногенность. Компонентная вакцина Porcilis Pesti, приготовленная из гликопротеина Е2 содержала не менее 40 ед. Е2, и вызывала у свиней образование ВНА в титре не менее чем 1:32.

Создана также ДНК-вакцина против КЧС и стратегия первичной бустеризации, состоящая из введения сначала ДНК-вакцины, а затем аденовирусного рекомбинанта [47, 43].

В 1991 г. было осуществлено встраивание генов гликопротеинов ВКЧС в вектор (вирус осповакцины). Полученный рекомбинантный вирус оказался высокоиммуногенным. Изучая роль разных белков вируса в иммунитете против КЧС, свиней прививали рекомбинантными вирусами осповакцины экспрессирующими различные белки ВКЧС. Устойчивыми к контрольному заражению оказались только те животные, которые были привиты рекомбинантным вирусом вакцины, экспрессирующим Е^r ⁿ ^s и Е2. Гликопротеин Е^r ⁿ ^s — второй по значению протективного антигена ВКЧС. Конструкции рекомбинантного вируса, не содержащие гена, кодирующего Е2, не вызывали образования ВНА, но индуцировали протективный иммунитет.

В настоящее время получен рекомбинантный аттенуированный вирус БА, в котором ген, кодирующий белок gЕ, заменяли геном, кодирующим белок Е2 ВКЧС. Он вызывал у свиней выраженный иммунитет против обоих вирусов.

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

Позже создали живые комбинированные вакцины на основе аденовируса и вируса оспы свиней.

Маркированная вакцина также может быть основана на генно-инженерном живом делеционном мутанте вируса. Получены делеционные мутанты, в которых полностью или частично отсутствуют гены Е2 и Е^r ⁿ ^s. При введении таких вакцин свиньям репродукцию инфекционного вируса у привитых после заражения не обнаруживали.

Мутанты пестивирусов ВКЧС, ВДБС, вируса пограничной болезни имеют пониженную способность к репликации, выражающуюся в образовании мелких бляшек, и содержат мутации в 5′-нетранслируемой области генома. Разработана вакцина для профилактики классической чумы свиней, состоящая из специфических вирусных полипептидов, векторные вакцины, способные экспрессировать нуклеотидные последовательности, кодирующие такие полипептиды. Данные полипептиды и нуклеотидные последовательности могут использоваться и для диагностики обусловленной ВКЧС инфекции. Получено пять перекрывающихся синтетических пептидов, охватывающих последовательность области В/С (аминокислотные остатки 693-777) гликопротеина Е2 штамма Ши-Мынь ВКЧС. Отдельные пептиды конъюгировали с бычьим сывороточным альбумином и иммунизировали полученными препаратами кроликов. На все пять пептидов получен ответ антител в высоких титрах. Комбинация этих же препаратов, введенных свиньям, индуцировала сильный и специфичный гуморальный ответ на все пять компонентов.

Получены химерные штаммы на основе С штамма ВКЧС, в котором Е2 или Е^r ⁿ ^s гены были заменены соответствующими генами вируса диареи крупного рогатого скота. Через 7 дней после введения химерных штаммов, они полностью защищали свиней против летальной инфекции вирусом КЧС.

Все эти вакцины позволяют различать инфицированных и вакцинированных свиней на основе антительного ответа на Е^r ⁿ ^s, если вакцина содержит ген, кодирующий Е2, или на основе антител к Е2, если вакцина содержит ген, кодирующий Е^r ⁿ ^s [47].

Однако, не смотря на разнообразие вакцин нового поколения, специфическая профилактика КЧС по-прежнему основывается на применении традиционных живых вакцин. Они эффективнее стимулируют выработку ВНА после иммунизации животных. Из-за отсутствия стандартизированных критериев оценки затруднена сравнительная оценка безопасности и эффективности вакцин нового поколения. Только субъединичную Е2 вакцину предложили для испытания в практических условиях.

10.3 Инактивированные вакцины

В 1935 году Дорсетом была предложена кристаллвиолетвакцина, которая представляла собой консервированную раствором глицерина с краской кристаллвиолет и инактивированную теплом дефибринированную кровь свиней, больных чумой. Вводилась вакцина двукратно с интервалом 10-14 дней, иммунитет наступал к 15-20 дню и длился у молодняка до 5 месяцев.

С 1967 г. этот препарат в странах СНГ не применяется, хотя попытки получения инактивированного и абсолютно безвредного препарата продолжают предприниматься. Так, например, установлено, что ВКЧС, выращенный любыми технологическими приемами, надежно инактивировался сернокислой медью (3-5 мМ) при 37°С в течение 98 ч с сохранением иммуногенных свойств. Использование других инактивантов (глутаральдегид, димер-этиленимина, тритон Х-100) не обеспечивает получения иммуногенных препаратов в нативном виде (максимальная доза АГ). Разработана инактивированная вакцина против КЧС, содержащая культуральный материал вирулентного шт. Ши-Мынь, сернокислую медь в качестве инактиванта и гидроокись алюминия. Вакцина создавала 100%-ную защиту привитых животных от контрольного заражения вирулентным вирусом (1000-10000 ЛД₅₀), в то время как аналогичные препараты из шт. ЛК обеспечивали, в общей сложности, 30%-ную защиту. Во Франции разработана инактивированная вакцина против КЧС. Культуральный вирус инактивировали глутаральдегидом (0,01-0,001%-ным при 25-35°С в течение 4-7 ч), а затем эмульгировали в масляном адъюванте. В ВНИТИБП были получены опытные образцы инактивированной вакцины против КЧС из шт. Гудзон, выращенного в культурах клеток РК-15, ПЭКр и первичной культуре клеток почки поросенка. Вирус инактивировали этиленамином и эмульгировали с разными масляными адъювантами. Вакцина обеспечивала 75-100%-ную защиту в экспериментальных условиях при контрольном заражении /10000 ЛД50. Имеется патент на вакцину, содержащую полипептид вируса КЧС [43, 47].

Во ВНИВИ (Россия) разработана радиоинактивированная вакцина «Гаммавак-ВНИВИ» против КЧС, сконструированная на принципиально новой основе. Она представляет собой комплексный препарат, содержащий культуральный инактивированный белок ВКЧС (шт. «Ши-Мынь») и высокомолекулярный водорастворимый иммуностимулятор ксимедон. Вирус культивировали на КК невриномы гассерова узла крысы (НГУК-1), накопление вируса достигало до 6,5-7 lg ИД₅₀/мл. Инактивировали биомассу на гамма-установке «Исследователь» дозой 25-30 кГр, источник ионизирующего излучения — радиоактивный изотоп ⁶⁰Со. Инактивированная гамма-лучами сухая культуральная вакцина против КЧС безвредна, авирулентна. Обладает антигенной активностью; ее введение индуцировало в организме привитых животных образование специфических антител к вирусу чумы в титре 1:8. Двукратная вакцинация приводила к титру 1:13. Схема иммунизации включала двукратную вакцинацию с интервалом 14 дней. Через 14 дней все ревакцинированные животные противостояли контрольному заражению [2].

10.4 Серологическая оценка поствакцинального иммунитета

В Республике Беларусь обязательна вакцинация против КЧС всего свинопоголовья. Напряженнocть иммунитета у вакцинированных свиней определяют в соответствии с «Методическими указаниями по определению в РНГА_специфических антител у свиней, вакцинированных против чумы», утвержденными 4.08.1989 года Главным управлением ветеринарии СССР.

Оценка напряженности поствакцинального иммунитета проводится по титру AT.

В лабораторию для исследования напряженности иммунитета посылают не менее 10-15 проб сыворотки крови от свиней через 20-25 дней после иммунизации их против чумы.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Для исследования используют свежие сыворотки крови, которые хранят при температуре плюс 4°С не более недели или -20°С в течение месяца.

РНГА ставят с использованием антигенного эритроцитарного диагностикума (3%-ная взвесь эритроцитов барана, сенсибилизированных антигеном вирусвакцины чумы свиней).

Результаты РНГА с испытуемыми сыворотками считают положительными при обнаружении агглютинации эритроцитарного антигена, начиная с разведения 1:4 и выше.

Обнаружение специфических антител в титре 1:4 и выше у 84% исследованных проб сыворотки крови указывает на наличие иммунитета у вакцинированных против КЧ свиней.

Кроме РНГА для определения напряженности иммунитета можно использовать метод ИФА. Суть метода — иммунологический планшет с иммобилизованным рекомбинантным антигеном Е2 вируса КЧС вносят исследуемую сыворотку в различных разведениях и специфические моноклональные антитела к Е2, коньюгированные с пероксидазой хрена. При отсутствии в исследуемой сыворотке вирусспецифических антител, моноклональный коньюгат свободно взаимодействует с иммобилизированным антигеном и после добавления субстрата и хромогена в лунке появляется окраска. Если в исследуемой сыворотке имеются антитела к ВКЧС, происходит их взаимодействие с иммобилизированным антигеном, его частичная или полная блокировка, в результате чего связывание коньюгата с антигеном снижается.

Также оценку поствакцинального иммунитета можно проводить при помощи РДСК, РН. Вакцинацию можно считать успешной, если титр AT в РН флюоресцирующих микробляшек, спустя 2-5 месяцев после иммунизации, составляет 1:20 и выше.

Так, титр AT 1:32 и выше свидетельствует о напряженном иммунитете. У молодняка до 2-3 месяцев иммунитет ненапряженный и титр AT в РНГА составлял 1:4-1:8. Через 20 дней после вакцинации поросят вирус-вакциной титр ВНА постепенно повышался до максимального уровня к 60-му дню, клеточной реакции не отмечено. В трех группах поросят, привитых штаммами, вызывающими хроническую чуму, ВНА не обнаружено, клеточный иммунный ответ наблюдали у 4 животных из 9. Наивысший клеточный иммунный ответ был у поросят, иммунизированных инактивированным вирусом. Хотя иммунный ответ у поросят в разных подопытных группах был неодинаковым, после контрольного заражения вирулентным вирусом выжили все животные. У поросят, отнятых в 7-дневном возрасте от иммунных свиноматок, пассивная защита может продолжаться свыше 2 месяцев. При этом уровень иммунитета будет зависеть от времени, прошедшего между вакцинацией свиноматки и опоросом. Так, поросята, рожденные от свиноматок, вакцинированных за 10 месяцев до родов, могут быть вакцинированы не ранее возраста 5 недель. Бустер-вакцинация поросят этой группы в возрасте 6 месяцев вызывала подъем титров AT и устойчивость к вирусу продолжительностью до 4 лет. В ряде опытов поросят, рожденных от свиноматок, вакцинированных за 1 месяц до случки, иммунизировали в возрасте 5, 7 и 9 недель. Несмотря на то, что перед вакцинацией животные имели эквивалентные титры пассивно приобретенных AT, в последующем уровень иммунитета зависел от времени вакцинации: чем позже вакцинированы поросята, тем выше титры AT. Наилучшие результаты получены в группе поросят, вакцинированных в возрасте 9 недель.

Установлено, что при титре ВНА в РН флюоресцирующих бляшек 1:4 и выше животные устойчивы к внутримышечному заражению эпизоотическим штаммом в дозе 10⁴ ЛД₅₀, при титре 1:2 — переболевают и независимо от исхода представляют опасность как вирусоносители. Однако у значительного числа вакцинированных животных ВНА к ВКЧС отсутствуют. Среди поросят 30-дневного возраста AT в титре 1:16 были обнаружены лишь у 30 %, у остальных их выявить не удалось. В группах доращивания серопозитивных животных было 16%, в группах откорма через 140-200 дней после вакцинации серопозитивные животные составляли 50%. Вакцинация поросят от невакцинированных свиноматок в возрасте 9-90 дней вызывала у них иммунный ответ, который характеризовался появлением в сыворотке крови ВНА, а также защитой от прямого заражения вирулентным шт. ВКЧС в полевых условиях на 12-18-й день после заражения. Высокий уровень AT в сыворотке был обнаружен у поросят через 30-40 дней после вакцинации. Установлено, что материнские AT не обеспечивают достаточно надежную защиту против вирулентных штаммов ВКЧС. Продолжительность поствакцинального иммунитета у поросят от не привитых против чумы свиноматок продолжительнее, чем у поросят от вакцинированных свиноматок. В связи с этим поросят от вакцинированных свиноматок предпочтительнее вакцинировать в конце 1-го месяца жизни, однако при неблагополучных эпизоотических ситуациях поросят можно вакцинировать после 2-недельного возраста и через месяц ревакцинировать.

Вакцинация поросят, обладающих колостральным пассивным иммунитетом, вызывала появление у них различного иммунного состояния, которое зависело от количества колостральных AT на момент вакцинации. Обнаружено, что иммунизация поросят аттенуированным шт. Тиверваль эффективна тогда, когда нейтрализующая активность сыворотки ниже уровня колостральной нейтрализующей активности. Это так называемый порог эффективности вакцинации, который наступает у поросят в возрасте 30-35 дней. Авторы считают, что вакцинация поросят от иммунных свиноматок в возрасте 30-35 дней надежно защищает их от заражения вирулентным ВКЧС.

Период полураспада материнских AT у поросят от свиноматок, иммунизированных за 9 и 5 месяцев или за 85 дней до опороса, составлял 10 дней; AT у поросят обладали высокой или средней авидностью к АГ вируса и оказывали умеренный эффект на иммунный ответ у поросят после активной иммунизации. У поросят от свиноматок, иммунизированных за 55 дней до опороса, период полураспада молозивных AT составлял 6 дней; AT обладали слабой активностью и в значительной мере подавляли образование AT после активной иммунизации у поросят.

11. Меры борьбы и профилактики

вакцина чума свинья вирус

Мероприятия при классической чуме свиней должны проводится в соответствии с инструкцией по ее профилактике и ликвидации.

Общие меры профилактики: ограждение ферм (комплексов) с целью недопущения на их территорию посторонних лиц, транспорта, бродячих животных; оборудование при въезде на территорию дезбарьеров, а при входе в помещения дезподушек или дезковриков; комплектование ферм здоровыми животными из благополучных по КЧС хозяйств, с обязательным 30-дневным профилактическим карантинированием вновь завезенных животных; соблюдение санитарных и зоотехничеких норм содержания и кормления, обязательное термическое обеззараживание пищевых, кухонных и боенских отходов, предназначенных для скармливания свиньям; обязательное проведение плановых профилактических иммунизации свиней против КЧС.

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

Важное значение имеет серологический и иммунологический контроль (мониторинг) за благополучием по КЧС племенных ферм и репродукторов.

При возникновении подозрения на КЧС руководитель хозяйства (владелец животного) и ветеринарный специалист, обязаны:

сообщить о возникшем подозрении главному ветеринарному врачу района (юрода);

изолировать больных и подозрительных по заболеванию свиней и закрепить для ухода за ними отдельный персонал;

прекратить производственную связь между свинарниками фермы;

проводить убой больных животных только на убойном пункте (на убойной площадке);

прекратить вывоз из хозяйства и ввоз в него свиней; вывоз кормов, оборудования и инвентаря, необеззараженного мяса, других продуктов полученных от убоя свиней;

не допускать выезда за пределы хозяйства транспорта без дезобработки;

Главный ветеринарный врач района (города), получивший сообщение о заболевании свиней КЧ, обязан:

выяснить эпизоотическую обстановку, отобрать пробы патологического материала и с нарочным отправить его в Республиканскую ветеринарную лабораторию или, по согласованию с Главным управлением ветеринарии Министерством сельского хозяйства и продовольствия Республики Беларусь, в один из диагностических центров России;

уточнить границы эпизоотического очага болезни, неблагополучного пункта и территории угрожаемой зоны;

о выявлении очага классической чумы свиней сообщить ветслужбе на транспорте и госгранице и руководителю ветслужбы области (республики).

При установлении диагноза на классическую чуму свиней исполнительный комитет районного (городского) Совета депутатов по представлению главного ветеринарного врача района (города) выносит решение об объявлении хозяйства (фермы), населенного пункта неблагополучным по КЧС, установлении в нем карантина.

При приведении мероприятий по ликвидации КЧС учитывают размеры хозяйств, направленность ведения свиноводства, технологический статус животных пораженных групп.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Решение об убое всего поголовья животных принимается Чрезвычайной противоэпизоотической комиссией по представлению ветеринарной службы.

Клинически здоровых свиней неблагополучных свиноферм и комплексов вакцинируют против КЧС в соответствии с наставлениями по применению вакцин.

Больных и подозрительных по заболеванию КЧС, а также свиней, отстающих в развитии и больных легочными и желудочно-кишечными заболеваниями, подвергают убою.

В промышленных комплексах в период карантина запрещается перевод свиноматок из групп подсосного периода в цех холостого содержания. После отъема поросят этих свиноматок переводят в откорм для последующей сдачи на убой. Иммунизацию свиноматок против КЧС проводят до осеменения. Супоросных свиноматок вакцинировать живыми вакцинами запрещается, но если среди них возникает заболевание их прививают вирусвакцинами, однако из дальнейшего цикла воспроизводства исключают.

Работники, обслуживающие свинофермы у которых свиньи находящиеся в личной собственности заболели КЧС не допускаются к работе до снятия карантина.

Убой больных, подозрительных по заболеванию и подозреваемых в заражении классической чумой свиней проводят на санитарных бойнях мясокомбинатов или на специально оборудованных убойных пунктах с соблюдением ветеринарно-санитарных правил, предотвращающих распространение вируса.

При необходимости убой проводят на мясокомбинате, на который накладывают карантин до завершения переработки продуктов убоя неблагополучного поголовья.

Транспортировку свиней на мясокомбинат для убоя или продуктов их убоя для переработки проводят автомобильным транспортом с плотными, не пропускающими жидкость кузовами, с соблюдением ветеринарно-санитарных правил. В пути следования запрещается делать остановки в населенных пунктах, а также проводить прирезку свиней.

Для текущей дезинфекции (не реже двух раз в день) при классической чуме свиней эффективны 4%-ный раствор натрия гидроокиси (эффективен при использовании горячих (+80-90°С) растворов). Температура раствора непосредственно у поверхности объекта должна быть не ниже +40-45°С. Из других дезсредств можно применять 2%-ный раствор формальдегида, раствор хлорной извести с содержанием 2%-ного активного хлора, 1%-ный раствор глутарового альдегида, 5%-ный раствор однохлористого йода, 20%-ная взвесь свежегашеной извести и некоторые другие.

Санитарную оценку и использование мяса и других продуктов, полученных от убоя свиней из эпизоотического очага, осуществляют в порядке, предусмотренном Правилами ветеринарного осмотра убойных животных и ветеринарно-санитарной экспертизы мяса и мясных продуктов, которыми предусматривается следующее:

Туши и продукты убоя от свиней, больных и подозрительных по заболеванию КЧ, выпускать в сыром виде запрещается. Свиньи привитые против чумы и имевшие перед убоем повышенную температуру у которых после убоя обнаружены патологоанатомические изменения внутренних органов, при санитарной оценке расцениваются как больные классической чумой.

При наличии патологических изменений в мышцах тушу с внутренними органами направляют на утилизацию.

При отсутствии патологических изменений в туше и во внутренних органах решение об использовании их принимают после бактериологического исследования на сальмонеллез. В случае обнаружения в мясе или внутренних органах сальмонелл внутренние органы утилизируют или уничтожают, а туши выпускают после проварки или направляют на изготовление консервов.

При отсутствии сальмонелл тушу, шпик и внутренние органы перерабатывают на вареные, варено-копченые колбасы и консервы или направляют на проварку. Трупы животных, павших от чумы, уничтожают согласно существующим правилам, или они подлежат технической утилизации на мясокостную муку. Hа территории, угрожаемой по КЧС, устанавливают ветеринарный надзор за всеми хозяйствами и дворами, систематически проводят клинический осмотр всех свиней, запрещают их перегруппировки. Проводят профилактическую вакцинацию против КЧС во всех хозяйствах с учетом сроков ранее проведенных вакцинаций.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Карантин с неблагополучного по классической чуме свиней пункта снимают через 30 дней после последнего случая заболевания, падежа или убоя больных животных при условии проведения всех ветеринарно-санитарных мероприятий, предусмотренных соответствующей инструкцией, и заключительной дезинфекции.

Международный ветеринарно-санитарный кодекс и ветеринарно-санитарное законодательство отдельных стран и группы стран типа ЕЭС, регламентируют ветеринарно-санитарный статус страны или зоны (свободна от КЧС или неблагополучна), запреты на ввоз или транзит через их территорию свиней, мяса и продуктов переработки свинины, спермы хряков и продуктов, предназначенных для фармацевтических и промышленных целей и требования к странам-экспортерам при оформлении Международного санитарного сертификата Таким образом страны защищаются от заноса возбудителя.

Меры по контролю за передвижением и торговлей животными и продуктами свиноводства играют решающую роль не только при охране страны, хозяйства, благополучной зоны от заноса возбудителя, они приобретают еще большее значение при ликвидации вспышек КЧС в неблагополучных и угрожаемых зонах.

В выборе стратегии борьбы с КЧС важнейшим критерием должна стать экономическая стоимость альтернативных стратегий: последовательное осуществление радикального метода убоя неблагополучных стад и проведение мер по санации среды (вакцинация исключается); сочетание метода убоя и вакцинопрофилактики в первой фазе искоренения.

При наличии эпизоотического течения болезни широкое применение вакцин вполне оправдывает себя. Когда болезнь сводится к спорадическим случаям вспышек осуществляется переход к искоренению очагов методом убоя и прекращением вакцинации. Общеприняты и обоснованы меры ликвидации спорадических вспышек методом убоя (без вакцинации): они экономически более выгодны, чем систематическая вакцинопрофилактика.

Выводы (анализ данных литературы)

Господствующий в ветеринарии этиологический (причинный) подход при изучении болезни в сочетании с молекулярно-биологической методологией и генноинженерными исследованиями, существенным образом меняют наши представления о ветеринарной патологии и способах решения насущных практических задач по охране здоровья животных.

Механизмы персистентных форм инфекции тесно связаны с экологией вирусов и формированием не только антигенных вариантов, но и вариаций вирулентных свойств вирусов. Многообразие вирулентных вариантов вируса порождает многообразие клинико-эпизоотологических форм КЧС, затрудняет мониторинг и диагностику, осложняет вакцинопрофилактику и меры борьбы. Эпизоотический процесс практически не поддается нашему контролю. Даже такая радикальная мера борьбы, как уничтожение зараженных стад и санация окружающей среды, — становятся недостаточными. Эти меры необходимо дополнить сероиммунологическим и вирусологическим контролем (мониторингом) племенных ферм, репродукторов.

В связи с изложенным выше, особого внимания заслуживают иммунологические аспекты инфекции. Наши знания механизмов этой сложной гомеостатической системы поверхностны, а они играют решающую роль в патогенезе болезни, формировании экологической ниши вирусов и построении рациональной системы искоренения болезни.

Проблема создания современных инактивированных вакцин против чумы свиней не решена. Единичные работы в нашей стране и за рубежом пока не дают ориентиров технологического решения этой проблемы.

Существует два способа борьбы с КЧС: первый основан на тотальном убое свиней в неблагополучных районах, другой предусматривает частичную выбраковку и убой с проведением вакцинации оставшегося поголовья.

Меры борьбы с КЧС часто определяются эпизоотической ситуацией и социально-экономическими факторами. Положительный опыт борьбы с КЧС с помощью вакцинаций накоплен во многих странах.

Учитывая широкие экономические связи, импорт животных и продуктов их убоя из стран Ближнего и Дальнего Зарубежья, неблагополучных по КЧС, отсутствие возможности проводить оздоровление неблагополучных хозяйств по этой болезни методом тотального убоя всего поголовья, наличие резервуара ВКЧС в виде диких свиней, вакцинация еще многие годы в республике будет играть важную роль в профилактике и ликвидации КЧС.

Проблема специфической профилактики классической чумы свиней в Республике Беларусь еще не решена. Таким образом, разработка технологии изготовления вакцины против КЧС в РБ с целью импортозамещения весьма актуальный вопрос.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

ГЛАВА 2. Материалы, методика и место работы

Исследования проводились в условиях отдела эпизоотологического и иммунологического мониторинга, вивария РУП «Институт экспериментальной ветеринарии им. С.Н. Вышелесского»

Целью исследований является разработка технологии изготовления живой вирусвакцины против классической чумы свиней из лапинизированного штамма и освоение ее производства в условиях РУП «Институт экспериментальной ветеринарии им. С.Н. Вышелесского».

1. Техника проведения опытов и основные методы исследования

Для изготовления экспериментального образца вакцины сухой живой против классической чумы свиней использовали клинически здоровых взрослых кроликов массой 2,0-2,5 кг, средней упитанности, с температурой тела в пределах 38,5-39,5^оС в количестве 15 голов.

Матриксный вирус классической чумы свиней «АСВ» из коллекции микроорганизмов РУП «Институт экспериментальной ветеринарии им. С.Н. Вышелесского» характеризовался отсутствием контаминации, вследствие чего считался пригодным для наработки вирусного сырья.

С целью максимального накопления вирусных частиц флакон с вируссодержащим материалом размораживали, материал центрифуговали 15 минут при 4000 об/мин. Надосадочную жидкость смешивали с фосфатно-буферным раствором, рН 7,2-7,4 в соотношении 1:2 и использовали для заражения кроликов. Указанное рабочее разведение вируса вводили внутривенно в объеме 2 мл в краевую вену уха с соблюдением правил асептики. Наблюдение за животными вели при периодическом измерении у них температуры тела: — первоначально через 30-32 часа после заражения, а затем через каждые 6 часов. При повышении температуры тела свыше 40,5^ºС дальнейшее измерение проводили с интервалом в 3 часа. Кроликов, реагировавших гипертермией свыше 41^ºС, в интервале 46-52 часа после заражения использовали для получения лапинизированного вируса.

Для этого от каждого животного в отдельный стерильный флакон, содержащий 1000 ЕД гепарина, отбирали пункцией сердца кровь, используя иглы Боброва с насадкой из полистиролового шланга. Операцию по тотальному обескровливанию животных проводили с использованием отдельной иглы для каждого кролика и с соблюдением правил асептики.

Кровь от всех кроликов собирали в одну емкость, смешивали, отбирали пробу в объеме 10 см³ для контроля титра вируса. Затем разливали во флаконы по 100 мл, укупоривали и помещали в морозильник при температуре минус 40^ºС. Через сутки кровь дважды размораживали — замораживали при температуре минус 70^ºС.

Инфекционную активность вируса определяли титрованием на взрослых кроликах. Из отобранной пробы в объеме 10 см³готовили возрастающие 10-кратные разведения от 10^-1до 10^-5. Каждое разведение 10^-3, 10^-4 и 10^-5 вводили внутривенно в объеме 1 см³ трем кроликам. Начиная со вторых суток, у животных ежедневно 3 раза в день измеряли температуру тела в течение 4-х суток. У кроликов, реагирующих на введение вируссодержащего материала, температура тела повышалась до 41,5^ºС.

На основании полученных данных термометрии по методу Рида и Менча рассчитывали титр вируса. При инфекционном титре не менее 3,0 lg ИД_50/см^З вируссодержащий материал замораживали на хранение при температуре минус 70^ºС и по мере необходимости использовали для получения производственного вирусного сырья.

Для получения серии вакцины общим объемом 1,1 л (с учетом возможных отходов на всех этапах операций) брали 0,7 л оттаянного до температуры плюс 4-8^оС вируссодержащего материала и, соблюдая стерильные условия, освобождали центрифугированием при 3000 об/мин в течение 20 мин от оболочек деструктированных эритроцитов и возможных сгустков. Надосадочную жидкость собирали в бутыль и добавляли антибиотики (пенициллин в концентрации 200 ЕД/мл и гентамицин в концентрации 50 мкг/мл, или их аналоги).

На расчетный 1 л вакцины брали следующее количество защитной среды для лиофилизации:

мл 50%-ного раствора сахарозы;

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

мл 20%-ного ГЛА;

мл 10%-ного желатина.

В наработанное вирусное сырье объемом 0,7 л вносили необходимое количество защитной среды из расчета 40% на 1000 дм³, тщательно перемешивали, при необходимости доводили рН до 7,2-7,4. Затем вакцину расфасовали по 2±0,06 см³во флаконы вместимостью 8-10 см³, подвергали лиофилизации.

Таким образом, было изготовлено 50 000 доз вакцины (500 флаконов). При этом, было использовано 15 кроликов.

. Разработка методов контроля качества вакцины в лабораторных условиях

Методы контроля вакцины разрабатывали на основании требований, предъявляемых к ветеринарным препаратам, которые изложены в инструкции «О порядке регистрации ветеринарных препаратов в Республике Беларусь», Европейской Фармакопеи.

Разработаны следующие методы контроля вакцины сухой живой против классической чумы свиней из лапинизированного вируса: внешний вид, наличие посторонних примесей, трещин флаконов, массовая доля влаги, растворимость, стерильность, безвредность, биологическая активность вакцины по титру инфекционности для кроликов, иммуногенная активность (таблица 1).

Таблица 1 — Методы контроля вакцины сухой живой против классической чумы свиней

Наименования показателя

Характеристика и норма показателя

1 Внешний вид и цвет

Сухая гомогенная мелкопористая масса от светло-желтого до коричневого цвета

2 Наличие посторонних примесей

Не допускается

Нужна помощь в написании магистерской?

Цена магистерской

3 Влажность, %

2,5 — 3,0

4 Растворимость, мин

1,5 — 2,0

5 Наличие вакуума во флаконах (ампулах) с вакциной

При облучении флаконов (ампул) с вакциной наблюдается фиолетово-синее свечение и потрескивание

6 Стерильность

На питательных средах с посевами из вакцины не допускается рост бактерий или грибов

7 Титр вируса в вакцине

Не менее 10^3.0ИД₅₀/см³

8 Безвредность

Введение поросятам внутримышечно вакцины в объеме по 5,0 см³, подкожно белым мышам — по 0,5 см³, подкожно кроликам по 1,0 см³ не должна вызывать видимых изменений в месте инъекции и изменений общего состояния животных в течение последующих 10 суток. Вакцина считается безвредной, если все поросята в течение 14 суток — клинически здоровы

9 Иммуногенная активность

Вакцина считается иммуногенной, если в сыворотках крови иммунизированных поросят процент блокировки антител имеет значение не менее 40.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

2.3.1 Внешний вид вакцины, наличие посторонних примесей определяли визуально.

.3.2 Растворимость вакцины определяли путем добавления во флаконы (ампулы) с вакциной 10,0 мл физиологического раствора хлорида натрия и определения времени растворимости в течении 1-3 минут.

.3.3 Наличие вакуума во флаконах, с вакциной определяли согласно ГОСТ 28083-89 «Препараты биологические. Методы контроля вакуума в ампулах и флаконах».

.3.4 Массовую долю влаги определяли по ГОСТ 24061-89 «Препараты биологические. Метод определения влажности».

.3.5 Для определения безвредности брали 10 флаконов с вакциной, в каждый добавляли по 2 мл физраствора. После растворения содержимое всех флаконов переносили в стерильный стеклянный флакон и тщательно перемешивали. Полученную смесь использовали для испытания.

Безвредность вакцины определяли на пяти мышах массой 18-20 г путем подкожного введения 0,5 см³ вакцины, на двух кроликах массой 2,0-2,5 кг — 1см³, и двух поросятах 3-4-недельного возраста, путем внутримышечного введения в область шеи вакцины в объеме 2 см³.

Вакцина считается безвредной, если все животные в период наблюдения (10-14 дней) останутся клинически здоровыми. На месте введения не должно быть каких-либо изменений (отека, эритем, уплотнений). У части поросят возможно кратковременное на 1-2 сутки после введения вакцины повышение температуры тела на 0,5-1,0^оС.

.3.6 Активность вакцины определяли титрованием вакцины на взрослых кроликах. Содержимое 5 флаконов растворяли добавлением 2 см³ стерильного физраствора, смешивали в общем флаконе и из этой смеси готовили возрастающие 10-кратные разведения от 10^-1до 10^-5. Каждое разведение 10^-3, 10^-4 и 10^-5 вводили внутривенно в объеме 1 см³ трем кроликам. Начиная со вторых суток, у животных ежедневно 3 раза измеряли температуру тела в течение 4-х дней. У кроликов, реагирующих на введение вакцины, температура тела должна повышаться до 41,5^ºС.

На основании полученных данных термометрии по методу Рида и Менча рассчитывали титр вируса вакцины. Титр вируса в вакцине должен быть не менее 10^3,0 ИД ₅₀/см^З.

.3.7 Определение контаминации вакцины бактериальной и грибковой микрофлорой. Пять флаконов отдельно растворяли в растворе Хенкса или в среде Игла, или среде 199. Для этого в каждый флакон с вакциной, добавляли 10 мл указанного раствора рН 7,2. Затем производили посев из каждого флакона вакцины в количестве 0,3-0,5 см³ в пробирки с МПА, МПБ, МППБ, Сабуро и во флаконы в количестве 2-5 см³ с МПБ и МППБ. Посевы производили в две пробирки и в один флакон с каждой средой из одного флакона вакцины. Питательные среды с посевами выдерживали в течение 10 суток в термостате при плюс 37-38°С (для агара Сабуро — плюс 20-22°С). В питательных средах с посевами не должно быть роста бактериальной и грибковой микрофлоры.

.3.8 Иммуногенность вакцины проверяли на четырех серонегативных (2 из них контрольных) подсвинках массой 25-35 кг, возраст не моложе 60 дней, вакцинированных одной прививной дозой в объеме 2 см³. За иммунизированными животными велось наблюдение в течение 21 дня.

Через 21 сутки были отобраны пробы крови от вакцинированных и не вакцинированных поросят с целью получения сыворотки крови для исследования на наличие антител в ИФА. Вакцина считается иммуногенной, если в сыворотках крови иммунизированных поросят процент блокировки (связывания) антител имеет значение не менее 40.

Подопытных животных содержали по 2-3 головы в виварии РУП «Институт экспериментальной ветеринарии им. С.Н. Вышелесского». Помещения тщательно очищали механически, промывали водой, дезинфицировали 5%-ным раствором едкого натрия. Животные получали комбикорм, овощи и воду.

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

Статистическую обработку полученного цифрового материала производили с использованием программного пакета Microsoft Office XP (Excel).

Глава 3. Результаты исследований

3.1 Для получения лапинизированного штамма вируса КЧС использовали аттенуированный вирус классической чумы свиней «АСВ». Было проведено 5 пассажей его на взрослых клинически здоровых кроликах массой 2,0-2,5 кг средней упитанности по три животных на каждый пассаж, с температурой тела в пределах 38,5-39,5^оС. Кроликов, реагировавших гипертермией свыше 40,5^ºС, использовали для получения вируса для следующего пассажа. Результаты термометрии представлены в таблице 2.

Как видно из материалов таблицы уже при втором пассаже температура тела у кроликов повысилась до 40,7 через 66 часов, а не через 72 как отмечалось у кроликов при первом пассаже. При последующих пассажах закономерно уменьшался период подъема температуры. У кроликов пятого пассажа повышение температуры наблюдалось через 42 часа. Пассажирование вируса через организм кроликов сопровождалось усилением вирулентных свойств вируса АСВ. В дальнейшем нами была установлена стабильность явления усиления вирулентности. Таким образом, нами был получен штамм вируса классической чумы свиней с титром инфекционной активности 3 lgИД_50/см^З, названный «АСВ+».

.2 При изучении биологических свойств штамма лапинизированного вируса после пятого пассажа на кроликах, получившего название «АСВ+» исследовали его на способность вызывать температурную реакцию, а также способность накапливаться в организме животных при введении вируса в разных дозах. Для этого использовали как биологическую модель клинически здоровых кроликов с температурой тела в пределах 38,5-39,5^оС массой 2,0-2,5 кг средней упитанности по три животных на каждое разведение вируса. Рабочие разведения вируса (нативный, 10^-1; 10^-2; 10^-3; 10^-4) вводили внутривенно в объеме 2 мл в краевую вену уха с соблюдением правил антисептики. Наблюдение за животными вели при периодическом измерении у них температуры тела в течение 72 часов после заражения с интервалом каждые 12 часов. Результаты определения инфекционного титра лапинизированного вируса штамма «АСВ+» по температурной реакции кроликов представлены в таблице 3.

Исходя из этих данных для наработки вакцины выбрана оптимальная доза для заражения кроликов равная 2 мл с титром лапинизированного вируса — 10³ИД_50/см^З.

Для изучения антигенной активности вируса «АСВ+» трех кроликов иммунизировали лапинизированным вирусом внутривенно в дозе 1см³с титром 10³ ИД_50/см^З. Животных содержали под наблюдением в течение 20 дней, ежедневно отбирая пробы крови, для определения в сыворотке методом ИФА динамики антител и антигенов — график 1.

Данные, представленные на графике 1, демонстрируют взаимосвязь между уровнями выработки антител и накоплением антигена. Нарастание титра антител происходит поступательно с первых дней с незначительным спадом на второй и десятый день, который объясняется увеличением титра антигена. С 13 дня наблюдается устойчивая тенденция увеличения уровня антител и, соответственно, резкое падение уровня антигена.

Сопоставляя данные таблицы 3 и графика можно сделать заключение, что оптимальное время отбора вируссодержащего материала 60-72 часа после введения вирусной суспензии.

Нами был изготовлен и испытан на соответствие техническим требованиям лабораторный образец вакцины сухой живой против классической чумы свиней из лапинизированного вируса в количестве 50 000 доз.

Экспериментальная часть работы выполнена по классическим методикам, применяемым в клинической, микробиологической, эпизоотологической и иммунологической практике, что позволяет получить объективные результаты.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Выводы:

1 На основании анализа отечественных и зарубежных литературных данных по классической чуме свиней видно, что по существу многие страны имеют собственные средства и способы борьбы с этой болезнью обусловленные их экономическими и социально-политическими особенностями. В соответствии с этой реальностью вытекает необходимость разработки в Республике Беларусь технологии производства живой вакцины против КЧС.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

В соответствии с поставленной целью нами методом многократного пассажирования вируса чумы свиней штамма АСВ был получен штамм с более выраженными для кроликов вирулентными свойствами, названный лапинизированным «АСВ+». Полученный лапинизированный штамм вируса классической чумы свиней «АСВ+» имел титр инфекционной активности 3 lg ИД_50/см^З. Установлено, что при изготовлении вакцины сухой живой против классической чумы свиней оптимальный титр для заражения кроликов вируса равен 10³ИД_50/см^З.

3 Выявлена тесная взаимосвязь между уровнями выработки антител и накоплением антигена. Нарастание титра антител происходит поступательно с первых дней с незначительным спадом на второй и десятый день, который объясняется увеличением титра антигена. С 13 дня наблюдается устойчивая тенденция увеличения антител и, соответственно, резкое падение уровня антигена. Оптимальное время отбора материала для исследования на антиген — 60-72 часа после введения вирусной суспензии.

Разработаны методы контроля вакцины сухой живой против классической чумы свиней из лапинизированного вируса. Подготовлен проект научно-технической документации (ТУ, технологическая инструкция по изготовлению вакцины сухой живой против классической чумы свиней из лапинизированного вируса, проект инструкции по применению).

Изготовлен и испытан на соответствие техническим требованиям лабораторный образец вакцины сухой живой лапинизированной «АСВ+» в количестве 50 000 доз (500 флаконов).

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

1 Алехин, Р.М. Современные методы специфической профилактики классической чумы свиней / Р.М. Алехин, А.К. Квасников. — Кишинев: Издательство сельскохозяйственной литературы МСХ МССР, 1961.- 25 с.

Ахметзянов, Р.К., Юсупов, Р.Х., Ильясова, Г.Х. Лабораторное и производственное испытание радиоинактивированной культуральной вакцины «ГАМАВАК-ВНИВИ» против классической чумы свиней. / Р.К. Ахметзянов, Р.Х. Юсупов, Г.Х. Ильясова // Актуальные проблемы патологии сельскохозяйственных животных: мат. Междунар. науч. конф. Молодых ученых; редкол.: Н.Н. Андросик [и др.]. — Мн., 2000.- С.51-54.

Бабкин, Н.В. Вирусные болезни домашних и диких свиней. / Н.В. Бабкин // Ветеринарная медицина 85. — Харьков, Т1, 2005. — С. 94-97.

Бабкин, Н.В. Использование метода флуоресцирующих антител для определения чувствительности культур клеток к вирусу КЧС. / Н.В. Бабкин // Ветеринарная медицина 85. — Харьков, Т1, 2005. — С. 50-52.

Бабкин, Н.В. Модификация реакции нейтрализации для контроля иммунитета против классической чумы свиней. / Н.В. Бабкин, А.В. Стеценко, В.В. Волкова, А.В. Годовский // Ветеринарная медицина 85. — Харьков, Т1, 2005. — С. 52-55.

Бакулов, И.А., Макаров, В.В. Эволюционно-экологические аспекты инфекционных болезней животных. / И.А. Бакулов, В.В. Макаров // Руководство по общей эпизоотологии. — М., 1979. С. 213-256.

Бьядовская, О.П. Разработка и совершенствование методов иммуноферментной диагностики классической чумы свиней / О.П. Бьядовская — Владимир: ВНИИЗЖ, 2002.- 25 с.

Васильев, А.П., Стрижаков, А.А., Куринов, В.В. Получение и характеристика моноклональных антител, специфичных к антигенам вируса классической чумы свиней. / А.П. Васильев, А.А. Стрижаков, В.В. Куринов // Актуальные проблемы патологии сельскохозяйственных животных: мат. Междунар. науч. конф. Молодых ученых; редкол.: Н.Н. Андросик [и др.]. — Мн., 2000.- С.101-105.

Вишняков, И.Ф. Совершенствование лабораторной диагностики классической чумы свиней. / И.Ф. Вишняков, И.Ю. Хухров, В.В. Куринов, Л.Я. Олейник // Ветеринария: — 1990.- №4. — С. 28-29.

Нужна помощь в написании магистерской?

Подробнее

10 Временное наставление по применению тест-системы ПЦР для обнаружения вируса классической чумы свиней. — М., 1996 г.

Гаранович, М.М. Оценка гуморального иммунного ответа при вакцинации против классической чумы свиней в хозяйствах промышленного типа. / М.М. Гаранович // Ветеринарная наука — производству: науч. труды РНИУП ИЭВ, / РНИУП «Ин-т Экспер. вет. им. С.Н. Вышелесского»; редкол.: А.П. Лысенко [и др.]. — Мн., 2005. — С.18-23.

Демидов, В.А. Комплексная иммунизация свиней против чумы свиней, болезни Ауески и рожи. / В.А. Демидов, В.И. Крайнова // Ветеринария: — 1975.- №9. — С. 60-61.

Жалдыбин, В.В., Прудников, В.С. Плазмоцитарная реакция в органах иммунной системы поросят, вакцинированных против классической чумы свиней на фоне применения натрия тиосульфата. / В.В. Жалдыбин, В.С. Прудников // Ученые записки Витебской ордена «Знак почета» гос. акад. вет. мед.: мат. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 80-летию осн. учр. образов. «Витебская ордена «Знак почета» гос. акад. Вет. мед.», Витебск, 4-5 нояб. 2004 г./ ВГАВМ; редкол.: А.И. Ятусевич [и др.].- Витебск, 2004.- С. 204-205.

Живодеров, С.П. Оценка напряженности иммунитеттта к вирусу классической чумы свиней непрямым методом ТФ ИФА. / С.П. Живодеров, А.А. Стрижаков // Ветеринария: — 2006.- №12. — С. 46-48.

Илькив, Р.П. Серологический контроль эффективности профилактических мероприятий против классической чумы свиней. / Р.П. Илькив, В.И. Чермашенцев, Э.В. Рудобельский, А.П. Песковацков, А.Л. Семенихин, В.В. Куриннов // Ветеринария: — 1992.- №3. — С. 25-28.

Коломыцев, А.А. Отечная болезнь поросят и классическая чума свиней: всегда вместе? / А. Коломыцев, А. Стрижаков, С. Лукьянов // Ветеринария сельскохозяйственных животных: — 2008.- №1. — С. 32-33.

Коломыцев, А.А. Роль супоросных маток в эпизоотическом процессе классической чумы свиней. / А.А. Коломыцев, В.Х. Павлов, Н.И. Срибный, А.Л. Семенихин, И.Ф. Вишняков, В.В. Куринов // Ветеринария: — 1991.- №5. — С. 30-33.

Конопаткин, А.А. Эпизоотология и инфекционные болезни с.-х. животных. / А.А. Конопаткин. — М., 1984. — С. 343-351.

Константинов, А.В. Эффективность экспериментальной ассоциированной вирус-вакцины против болезни Ауески и классической чумы свиней. / А.В. Константинов, В.И. Диев, И.А. Пронин, В.М. Захаров, Г.А. Блотова // Ветеринарная медицина 82. — Харьков, 2003. — С. 299-303.

Корицкая, М.А. Корреляция биологической активности сухой вакцины КС против классической чумы свиней при титровании в культуре клеток РК-15 и на свиньях. / М.А. Корицкая, М.М. Демкина, М.И. Мусиенко, В.А. Сергеев // Ветеринарная медицина 82. — Харьков, 2003. — С. 728.

Крыжевич, К.Н. Чума свиней (обзор зарубежной литературы) / К.Н. Крыжевич, А.О. Сидоренко // Ветеринарная медицина Беларуси: — 2005.- №1. — С. 33-38.

23 Кузнецов, А.В. Изучение чувствительности и специфичности реакции связывания комплемента и метода флуоресцирующих антител при классической чуме свиней / А.В. Кузнецов — Покров: Всесоюзный научно-исследовательский институт ветеринарной вирусологии и микробиологии, 1975.- 25 с.

Куриннов, В.В. Напряженность иммунитета против КЧС у животных в промышленных свинокомплексах / В.В. Куриннов, А.М. Стариков, В.М. Лыска, А.А. Стрижаков [и др.] // Ветеринария: — 2005.- №1. — С. 18-23.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Куриннов, В.В. Клиническая и лабораторная диагностика классической чумы свиней. / В.В. Куринов, А.Д. Забережный, Т.В. Гребенникова, С.Ж. Цыбанов, А.А. Коломыцев [и др.] // Ветеринария: — 2004.- №5. — С. 18-22.

Куриннов, В.В., Вишняков, И.Ф., Хухоров, И.Ю. Современные эпизоотологические, патогенетические и диагностические особенности классической чумы свиней. / В.В Куриннов, И.Ф Вишняков, И.Ю Хухоров // Вопр. вет. вирусол., микробиол., эпизоотол.: мат. науч. конф. ВНИИВВиМ. — Покров, 1992. Ч. М. — С. 75-86.

Куринцов, В.В. Напряженность иммунитета против КЧС у животных в промышленных свинокомплексах. / В.В. Куринцов, А.М. Стариков, В.М. Лыска, А.А. Стрижаков, А.А. Коломыцев, Б.В. Новиков // Ветеринария сельскохозяйственных животных: — 2008.- №1. — С. 26-32.

Кутумбетов, Л.Б. Результаты изучения антигенной и иммуногенной активности культуральных вакцинных вирусов болезни Ауески и классической чумы свиней при ассоциированном их применении. /Л.Б. Кутумбетов, А.А. Федорова, С.В. Хлебопашникова, Т.И. Корпусова, Г.А. Блотова // Ветеринарная медицина 80. — Харьков, 2002. — С. 366-369.

Макаров, В.В. Классическая чума свиней — особенности эпизоотического процесса и проблемы на современном этапе / В.В. Макаров, С.И. Джупина, А.А. Коломыцев // Аграрная Россия: — 2001.- №3. — С. 42-48.

Макров, В.В., Джупина, С.И., Коломыцев, А.А. Классическая чума свиней — особенности эпизоотического процесса и проблемы на современном этапе / В.В. Макров, С.И. Джупина, А.А. Коломыцев // Аграрная Россия. Научно-производственный журнал.- 2001.- № 3.- С. 42 — 48.

31 Максимович, В.В. Дифференциальная диагностика классической чумы свиней / В.В. Максимович. — Мозырь: КПУП «Колор», 2001.- С. 7-41.

32 Малярец, П.В. Классическая чума свиней / П.В. Малярец, Е.В. Гусева, Т.А. Ануфриева — Владимир: Всероссийский научно-исследовательский институт защиты животных, 1995.- 58 с.

33 Методические указания по диагностике заболеваний сельскохозяйственных животных методом полимеразной цепной реакции. — Владимир, 1998 г.

34 Методические указания по лабораторной диагностике заболеваний сельскохозяйственных животных иммуноферментным методом. — Владимир, 1998 г.

35 Методические указания по лабораторной диагностике классической чумы свиней. — М., 1996 г.

Панковец, Е.А. Сборник технических нормативных актов по ветеринарно-санитарной экспертизе продукции животного происхождения / Е.А. Панковец, А.А. Русинович — Мн: Дизель, 2008.- С. 41-42.

Поздеев, В.Л. Культивирование оболочечных РНК-содержащих вирусов и роль структурных липидов в формировании фенотипа, устойчивого к действию факторов внешней среды. / В.Л. Поздеев, В.М. Чермашенцев // Успехи современной биологии: — 1990.- Вып.2(5). — С. 192-202.

38 Сайт «Нарвак» [Электронный ресурс]. — 2008. — Режим доступа: <http://www.narvac.com>.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Сакович, В.Т. К вопросу об эпизоотологии классической чумы диких кабанов в Беларуси./В.Т. Сакович // Ветеринарная наука — производству: мат. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 75-летию Ин-та экспер. вет.-ии им. С.Н. Вышелесского НАН Беларуси и 100-летию со дня рожд. Академика Р.С. Чеботарева, Мн., 2005 г./ РНИУП «Ин-т экспер-й вет-ии им. С.Н. Вышелесского»; редкол.: А.П. Лысенко [и др.]. — Мн., 2005. — С. 458-461.

Сакович, В.Т., Савельева Т.А. Ястребов, А.С. Эффективность схем иммунизации поросят-отъемышей для профилактики чумы свиней. / В.Т. Сакович, Т.А. Савельева, А.С. Ястребов // Современные проблемы патологии сельскохозяйственных животных: мат. Междунар. науч.-практ. конф., Мн., 23-24 окт. 2003 г. / БелНИИ экспер-й вет-ии им. С.Н. Вышелесского; редкол.: Н.Н. Андросик [и др.]. — Мн., 2003.- С.261-262.

Сакович, В.Т., Ястребов, А.С., Лысенко, А.П. [и др.]. Использование ИФА для постановки диагноза на классическую чуму свиней. / В.Т. Сакович, А.С. Ястребов, А.П. Лысенко [и др.] // Актуальные проблемы патологии сельскохозяйственных животных: мат. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 70-летию образ. БелНИИЭВ им. С.Н. Вышелесского, Мн., 5-6 окт. 2000 г./ БелНИИ экспер-й вет-ии им. С.Н. Вышелесского; редкол.: Н.Н. Андросик [и др.]. — Мн., 2000.- С.189-191.

Самуйленко, А.Я. Инфекционная патология животных / А.Я. Самуйленко, Б.В. Соловьева, Е.А. Непоклонова, Е.С. Воронина. — М.: ИКЦ «Академкнига», 2006.- С. 122-142.

Саркисян, Х.В. Эффективность лапинизированной вирусвакцины из штамма «Синлак» при классической чуме свиней. / Х.В. Саркисян, К.И. Шекоян, С.Е. Нерсесян, К.Е. Абелян // Ветеринарная медицина 82. — Харьков, 2003. — С. 510-513.

Саркисян, Х.В. Эффективность лапинизированной вирусвакцины из штамма «Синлак» при классической чуме свиней. / Х.В. Саркисян, К.И. Шекоян, С.Е. Нерсесян, К.Е. Абелян, М.Г. Задаян // Ветеринарная медицина 82. — Харьков, 2003. — С. 578-580.

Семенихин, А.Л. Классическая чума свиней. / А.Л. Семенихин. // Ветеринария сельскохозяйственных животных: — 2008.- №1. — С. 12-15.

Сергеев, В.А. Вакцины при классической чуме свиней. / В.А. Сергеев, Е.А. Непоклонов, Т.И. Алипер // Ветеринария: — 2005.- №4. — С. 6-9.

Сергеев, В.А. Классическая чума свиней: диагностика и профилактика / В.А. Сергеев, Е.А. Непоклонов, Т.И. Алипер // Ветеринария сельскохозяйственных животных: — 2008.- №1. — С. 19-25.

Соловьев, С.И. Оберегайте свиней от чумы / С.И. Соловьев — Воронеж: «Коммуна», 1961.- 7 с.

Сюрин, В.Н., Белоусова, Р.В., Фомина, Н.В. Диагностика вирусных болезней животных / В.Н Сюрин, Р.В. Белоусова, Н.В. Фомина // Справочник. — М. , 1991. — С. 9-16.

Филина, А.Ю. Вируснейтрализующая активность сывороток крови подсвинков после иммунизации лапинизированной вирусвакциной против КЧС из штамма «Синлак». / А.Ю. Филина // Ученые записки Витебской ордена «Знак почета» гос. акад. вет. мед.: мат. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 80-летию осн. учр. образов. «Витебская ордена «Знак почета» гос. акад. Вет. мед.», Витебск, 4-5 нояб. 2004 г./ ВГАВМ; редкол.: А.И. Ятусевич [и др. ]. — Витебск, 2004.- С. 320 — 321.

Хухоров, И. Ю. Реакция нейтрализации флуоресцирующих бляшек при диагностике классической чумы свиней. / И.Ю. Хухоров, И.Ф. Вишняков, В.М. Лыска, Т.М. Трапезникова // Ветеринария: — 1991.- №6. — С. 26-28.

Шиков, А.Т. Эпизоотологический и иммунологические аспекты классической чумы свиней. / А.Т. Шиков, Л.П. Гришок, В.П. Бачинский, Н.С. Причина, П.П. Пищик, В.И. Драбкин // Ветеринария: — 1991.- №5. — С. 29-30.

Нужна помощь в написании магистерской?

Заказать диссер

Шиков, А.Т., Гришок, Л.П., Астахова, О.В. Стратегия и тактика контроля классической чумы свиней на Украине. / А.Т. Шиков, Л.П. Гришок, О.В. Астахова // Актуальные проблемы патологии сельскохозяйственных животных: мат. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 70-летию образ. БелНИИЭВ им. С.Н. Вышелесского, Мн., 5-6 окт. 2000 г. / БелНИИ экспер-й вет-ии им. С.Н. Вышелесского; редкол.: Н.Н. Андросик [и др.]. — Мн., 2000.- С.227-230.

Шиков, О.Т., Сытюк, М.П., Билоконь, В.И. Испытание иммуногенности производственных серий вирусвакцины «ЛК-М» против классической чумы свиней. / О.Т. Шиков, М.П. Сытюк, В.И. Билоконь, О.О. Панченко, Ю.А. Собко, А.Ф. Ображей // Ветеринарная медицина 80. — Харьков, 2002. — С. 641-646.

Шиков, О.Т., Сытюк, М.П., Муштук И.Ю. Обоснование мониторинга диких кабанов относительно классической чумы свиней. / О.Т. Шиков, М.П. Сытюк, И.Ю. Муштук, А.И. чехун, А.Ф. Ображей // Ветеринарная медицина 85. — Харьков, Т2, 2005. -С. 1136-1138.

Шиков, О.Т., Сытюк, М.П., Собко Ю.А. Изучение иммуногенных свойств отечественных вирусвакцин против классической чумы свиней на поросятах, полученных от иммунных свиноматок. / О.Т. Шиков, М.П. Сытюк, Ю.А. Собко // Ветеринарная медицина 85. — Харьков, Т 2, 2005. — С. 1139-1145.

Ястребов, А.С., Сакович, В.Т., Коломыцев, А.А., Куринов, В.В. Классическая чума свиней. / А.С. Ястребов, В.Т. Сакович, А.А. Коломыцев, В.В. Куринов // Актуальные проблемы патологии сельскохозяйственных животных: мат. Междунар. науч.-практ. конф., посвящ. 70-летию образ. БелНИИЭВ им. С.Н. Вышелесского, Мн., 5-6 окт. 2000 г./ БелНИИ экспер-й вет-ии им. С.Н. Вышелесского; редкол.: Н.Н. Андросик [и др.]. — Мн., 2000.- С.236-238.

Caij, A., Desmet, A., Dubois, N., Roenen, F. High titre hog cholera virus production on cytodex 3R microcarrier cultures // Arch. Virol. — 1989. — V. 105, N 1/2. — P. 113-118.

Carbrey, E.A. Diagnostic procedures // Classical swin fever and related viral infections. — Boston, 1988. — P. 99-114.

Hanson, R.P. Origin of hog cholera // J. Amer. Vet. Med. Assoc. — 1957. — V. 131 / — P. 211-212.

Horzinek, M.C. Pestiviruses-toxonomic perspectives // Arch. virol. — 1991. — N 3. — Suppl. — P. 1-5.

Leforban, J. Profits epitopiques compares de 18 souches de peste porcine classique: Comparaison des souches isolees de formes chroniques et des autres souches // Rec. Med. Vet. — 1990. — V.166, N 5. — P. 455-461.

Liess, B. Classical swine fever and related viral infections / B. Liess. — Boston, 1988. — 298 p.

Medina, M.R. Peste suina classica. II. Estudo sobre um virus amostra chinesa, adaptado ao cultivo celular (amostra Porto Alegre)// Arg. Bras. Med. Vet. Zootechn. — 1991. — V. 43, N 4. — P. 301-314.

Rumenapf, T., Meyers, G., Stark, R., Thiel, H. Molecular characterization of hog cholera virus // Arch. Virol. — 1991. — Suppl. N 3. — P. 7-13.

Rumenapf, T., Stark, R., Meyers, G., Thiel, H.F. Structural proeteins of hog cholera virus expressed by vaccinia virus. Further characterization and induction of protective immunity // J.Virol. — 1991. — V. 65, N 2. — P. 589-597.

Terpstra, C., Woortmeyer, R., Barteling, S.J. Development and properties of a cell culture produced vaccine for hog cholera based on the Chinese strain // Dtsch. Tierarztl. Wochenschr. — 1990. — Bd. 97, N 2. — S. 77-79.

Van Orishot, J. T., Terpstra, C. Hog cholera virus // Virus infections of porcines. — Amsterdam, 1989. — P. 113-130.

Weiland, E., Stark, R., Hass, B. e.a. Pestivirus glycoprotein which induces neutralizing antibodies forms part of a disulfide-linked heterodimer // J. Virol. — 1990. — V. 64, N 8. — P. 3563-3569.

Wenswoort, G. Topographical and functional mapping of epitopes on hog cholera virus wich monoclonal antibodies // J. gen. Virol. — 1989. — V. 70. — P. 2865-2876.

Wenswoort, G., Bonstra, J., Bodzinger, B.G. Immunoaffiniti purification and characterization of the envelope protein EI of hog cholera virus // J. gen. Virol. — 1990. — V. 71, N 3. — P. 531-540.

Предыдущий пример

Следующий пример